qPCR操作步骤

QPCR（Real-time Quantitative PCR Detecting System）即实时荧光定量核酸扩增

检测系统，也叫实时定量基因扩增荧光检测系统。

标准的两步法：RNA提取→随机引物反转录→反转录产物10倍稀释→real-time PCR.

注意：1 高质量的RNA获取，这里的高质量不是强调RNA降解，而是强调RNA 的纯度，不能含有基因组DNA,以及其他杂质污染。基因组DNA的存在会导致定量偏高，给你错误的结果，所以一般用于定量PCR的RNA必须使用DNase处理，消除DNA污染。而RNA中的杂质的污染会限制real-time PCR的反应，导致扩增失败，给你假阴性的结果。RNA的降解不是关键，一个是因为定量PCR的引物扩增目的长度本身很短，150-250个bp，并不用于扩增目标基因的全长。此外是因为存在内参基因，所以RNA降解会通过内参基因的测定来平衡。毕竟一旦发生降解，所有的RNA以同样的速度降解，而相对比率不会改变。

2 减少加样误差，在使用SYBR Green MIX的时候，一定要先按照反应的量（比如8个孔）把所有的试剂一次性配成MIX然后分装，留出5微升的反应体系给模板，使用5微升是因为只有5微升以上，加样枪的误差才会比较小，如果你仅仅是吸取一微升的话，手重一点或者轻一点都会造成极大的加样误差，严重影响你的定量精确度。

3 选择合适的内参基因，一般用于定量PCR的内参基因有好几种，但却没有完全通用的内参基因。具体到不同来源的细胞，比如不同组织来源，或者是动物等等，内参基因会有差异，最好的办法是，在你的样品上先测试内参基因，找到变化最小，最稳定的一个。

4 合适的引物设计，避免出现引物二聚体，非特异性扩增等。

Q-PCR实验流程：

一、①实验前准备，每天早上到实验室后，先把超净工作台的紫外灯打开

15-20分钟。②超净台前做实验，需佩戴干净的橡胶手套/一次性薄膜手套，RNA

抽提需带口罩。③取EP管/枪头时需用镊子，不可以用使用过的手套直接取用。

取完EP管/枪头后，袋子及时封好。

④橡胶手套须放入超净台照射紫外，实验操作过程中不得带出超净台，移液器在

一天工作结束后调至最大量程，并用75%乙醇清洁移液器，枪头盒及超净台面。

⑤实验进行的过程中或观看实验时，没有带口罩不要在超净台前讲话。

二、总RNA抽提

1)细胞样品用1*PBS洗2次后，用1ml枪将PBS吸干净，加入1ml Trizol

(invitrogen)溶液，吹打混匀，并吸至1.5ml RNase free EP管中使细胞充分裂

解，室温静置5min;

组织样品用液氮充分研磨，加入1ml Trizol 溶液，混匀，室温放置5min

使其充分裂解;(管盖与管壁都需标记样品名称);

2)加入200μl氯仿，剧烈振荡混匀30s，使水相和有机相充分接触，室温静置3-5min;

3) 4℃下，14,000g离心15min，可见分为三层，RNA在上层水相，移至另一个新的RNase free EP管;(用20-200ul的枪吸取上清，吸上清时，枪头应沿着液面上层吸取上清，枪头不可碰到、吸到中间层)

4)沉淀RNA：加入等体积异丙醇，轻柔地充分混匀(颠倒6-8次)(不应用振荡器混匀)，室温静置10min;

5)4℃下，14,000g离心10min，收集RNA沉淀(如离心后仍不见EP管底部有沉淀，应将EP管放置在-80度冰箱过夜，继续在4℃下，14,000g离心10min，收集RNA沉淀)，去上清;

6)用75%乙醇洗涤两次，1ml/次(12,000g离心5min)(加入乙醇后只需轻轻颠倒EP管即可，不用振荡器震荡或枪头吸打沉淀)，超净台风干;沉淀不能过干或过湿，过干则不易溶解，过湿则乙醇残留。

7)视沉淀量加入适量DEPC水(至少15ul)溶解沉淀。

三、去基因组

使用RNase-free的DNase ?(Promega)，按以下体系配置反应液，37℃消化30min，65℃灭活10min。

然后按以下步骤操作：

1) 加入等体积的苯酚/氯仿，上下颠倒混匀，室温放置5min，后14,000rpm，离心15min，取上清。

2) 加入等体积的氯仿，上下颠倒混匀，静置分层后14,000rpm，离心15min，取上清。

3)加入等体积异丙醇，轻柔地充分混匀(颠倒6-8次)，-20℃静置15min;

4)4℃下，14,000g离心15min，收集RNA沉淀，去上清;

5)用75%乙醇洗涤两次(12,000g离心5min)，超净台风干;

6)加入适量DEPC水(至少15ul)溶解沉淀。

四、总RNA 纯度和完整性检测

1)纯度检测：取1μl RNA 样品50倍稀释，在核酸蛋白检测仪上测定OD 值，OD260/OD280的比值大于1.8，说明制备的RNA 较纯，无蛋白质污染。

2)总RNA 完整性检测：取RNA 样品1μl ，1%琼脂糖凝胶电泳80V ×20min ，EB 染色10min ，用凝胶成像系统观察并拍照，总RNA 的5s rRNA ， 18s rRNA 和28s rRNA 条带，三条条带完整的话即可证明总RNA 抽提比较完整。

五、逆转录

1. mRNA ：1) 在RNase free 的PCR 管中配置下列溶液.

2) 将上述溶液吹打均匀，置85℃保温5min ，使RNA 变性。随后立即冰上致冷， 以防止RNA 复性;

3) 在该PCR 管中加入下列试剂(Promega)

4) 将上述20μl 反应溶液30℃保温

10min; 5) 42℃保温50min; 6) 85℃保温10min; 7) -20℃保存。

2. microRNA ：使用茎环逆转录法，原理如下图： 1) 在去RNase 的PCR 管中配置以下溶液.

2)将上述溶液混匀，85℃孵育5min，以打开RNA二级结构。随后立即置于冰上，以防止RNA复性再次恢复二级结构;

3) 在另一去RNase的PCR管中配置以下溶液：

4) 将3)溶液加入到1)溶液中，混匀后30℃保温10min;

5) 42℃孵育50min;

6) 85℃孵育10min灭活逆转录酶。

四、定量PCR检测

1.引物测试：

根据mRNA设计的引物正式实验前需进行qPCR测试其特异性和扩增效率，具体反应体系和反应条件如正式实验，每对引物需做模板水对照。得到结果后，首先根据熔解曲线判断引物特异性，选择标准为：单峰且峰形偏窄、水对照无明显引物二聚体熔解曲线峰。若设计的多对引物熔解曲线均显示特异性良好，则应对比各引物的扩增曲线，优先选择Ct值小、扩增效率高的引物进行正式实验。

2.确定上机内容后，先在记录本上编排好上机的样品排放顺序：(1)一个样品的加样尽可能安排在同一行

(2)如正式实验中三次重复不能安排在同一板上，则需把三次重复中的实验分开，但同一次重复的实验不能分开两板

(3)正式实验：

总体积 15ul的体系配制：

H2O 4ul

SYBR Green PCR Master Mix 10ul (TOYOBO)(使用前需振荡均匀)

上游引物 0.5ul (10uM)

下游引物 0.5ul (10uM)

一般多配0.5份--1份体系，总的体系配好后，在振荡器中振荡均匀或用枪吸打均匀，然后15ul每管分装至8连管中。

3.cDNA用灭菌纯水稀释适当的浓度，一般为1:20稀释，如遇到基因表达低的样品，则适当降低稀释比例至1:10或1:5。cDNA按一定顺序排好后，即可加至刚配好的反应体系中。加样完毕，盖好八连管盖，并在八连管盖最上沿的边上标记好1-12的顺序(不可将标记写在反应管的盖子上，八连管盖避免裸手触摸中间透明的荧光采集区域，且保证每孔均盖紧，否则影响重复性或可能出现熔解曲线峰漂移。)

4.把各排八连管放在掌上离心机上离心数秒。

5.上机：

5.1 先开电脑，进入Windows 界面。接着打开PCR仪电源开关。

5.2 打开7500软件，选择“新建”，在“Template”下拉菜单中选择“60”或“65”(普通基因检测为“60”，MicroRNA检测为“65”)

5.3 打开样品架，放入八连管，关上样品架，并在软件上选择已放反应管的孔位，剔除无反应管的孔位。

5.4 点击File菜单中Save，输入要保存结果的文件名，命名为日期-上机时间-客户名字简写，如100830-1008-WL表示8月30日10点08分**的实验。

5.5 点击Start键，开始运行程序。

5.6 程序运行完毕后，取出样品架上的八连管，按顺序关闭ABI PRISM 7500 SDS 软件、PCR仪电源开关。

5.7 在7500软件上标记好每个反应孔的样品名称及检测基因的名称，分类保存好结果文件。

反应完成后，八连管应装到封口袋中，袋子上标记好文件名，客户的名字。(同一个客户的三次重复实验，则只需保存其中一次重复的反应管即可，其余可丢弃)