巢式PCR

巢式PCR
巢式PCR

巢式PCR

Definition of Nested PCR :巢式PCR的定义:

Nested PCR is a variation of the polymerase chain reaction (PCR), in that two pairs (i nstead of one pair) of PCR primers are used to amplify a fragment.

The first pair of PCR primers amplify a fragment similar to a standard PCR. However, a second pair of primers called nested primers (as they lie / are nested withi n the first fragment) bind inside the first PCR product fragment to allow amplification of a second PCR product which is shorter than the first one.

The advantage of nested PCR is that if the wrong PCR fragment was amplified, the pr obability is quite low that the region would be amplified a second time by the second set of primers. Thus, Nested PCR is a very specific PCR amplification.

The Nested PCR Reaction

Nested PCR requires two sets of primers which are used to amplify a specific DNA fr agment using two

separate runs of PCR.,. The second pair of primers function to amplify a smaller speci fic DNA fragment located within the first PCR product.

Nested PCR Reaction Diagram巢式聚合酶链反应图

Steps of the Nested PCR巢式PCR的步骤

Step One: The DNA target template is bound by the first set of primers shown in blue .. The primers may bind to alternative, similar primer binding sites which give multipl e products however only one of these PCR products give the intended sequence ( multiple products not shown).

Step Two: PCR products from the first PCR reaction are subjected to a second PCR run however with a second new set of primers shown in red

As these primers are NESTED within the first PCR product, they make it very unlikel y that non-specifically amplified PCR product would contain binding s ites for both sets of primers.. This nested PCR amplification ensures that the PCR pro duct from the second PCR amplification has little or no contamination from non-spe cifically amplified PCR products from alternative primer target sequences.

巢式PCR是一种变异的聚合酶链反应(PCR),这两组(而非一对)PCR引物可用来扩增片段.第一对PCR引物扩增的片段与片段准相近. 第二对引称为巢式引物(因为他们巢嵌在第一片段内部). 与第一段PCR产物结合,来指导第二段PCR产物的合成,这段产物比第一段产物要短。巢式PCR的好处是,如果错误的PCR产物被扩增,那么由第二段引物指导的第二次扩增的产物错误的可能性将是非常低的.巢式聚合酶链反应巢式PCR需要两套引物用于放大特定的DNA 片,应用两次单独的PCR来进行。第二对引功能扩增较小的特定DNA片段,该片段位于一次PCR产物内部因此,巢式PCR扩增是非常特异的.第一步:目标DNA片段与第一段引物(兰色)结合。引物可能回选择性的结合于模板,相似的引物结合位点会产生多重的产物,然而,只有一段产物是我们预期的。第二步:应用一次PCR产物区段,通过二次新的引物结合位点进行二次PCR(红色)。这些引物嵌套在一次PCR产物的内部,因此,非特异性片段的产生是不太可能的,一次PCR产物包含着二次PCR引物的结合位点。这种巢式PCR产物保证了通过二次PCR得到的产物很少有或者没有污染(杂带,也就是产物是符合我们需要的)也就是没有非特异性的条带

pcr实验原理及注意事项

PCR疑难解答 当PCR结果不甚满意时,首先检查以下几方面并遵照执行: 将PCR反应的试管与反应板紧贴。 当酶反应混合物以70℃“热启动”开始循环时,切记在加入酶后稍微振荡一下,因为在0.2-ml 的PCR管中不能均匀传热。 不要随意减少dNTP的用量,它是一个系统的因素,必须与其它成份保持平衡。 对于有问题的PCR反应,例如模板的量少,模板不纯和环状模板等,先尝试加Taq酶前的体系进行预变性,后加模板进行正常PCR扩增。 没有扩增产物: 在提供MgCl2缓冲液中,以0.25mmol/L为梯度增加MgCl2浓度;无MgCl2的缓冲液以0.5 mmol/L为梯度增加MgCl2浓度。 泳道中出现模糊条带,如果DNA模板中存在RNA,则按上述提示浓度补加MgCl2,因为在PCR反应中可能缺少游离的Mg2+。 检查退火温度和变性条件,如果有需要的话,可降低退火温度。 检查模板和引物的用量。 增加循环次数和/或模板DNA的用量。 泳道中出现模糊条带: 减少循环次数或模板DNA的用量。 提高退火温度,但不要超过68℃。 重新设计引物或设计更长的引物。 其他值得注意的条件: 建议使用0.2-ml薄壁管。厚壁管在92℃时不能有效地使模板变性。 最佳反应体积为50ml,推荐用30ml矿物油覆盖(对盖子加热的PCR仪可以不加)。 大多数反应中,0.75ml(0.5~1ml)的酶量在大多数情况下可以得到满意的结果。 建议使用1.75mmol/L MgCl2∶350mmol/L dNTP或2.25mmol/L MgCl2∶500mmol/L dNTP 组合的混合物。然而要得到最佳结果,优化Mg2+的浓度是必需的。 基因组DNA模板的质量显著影响PCR反应。因此推荐使用琼脂糖凝胶电泳来检测DNA的长度。DNA片段长度可以超过50kb,传统的基因组DNA能扩增片段至10kb。 要扩增更长的片段应使用超纯或高分子量的DNA。请查阅高分子量DNA提取操作过程相关文献。 降低二级结构和引物二聚物形成的可能性。进行长片段PCR扩增时,引物长度一般为24~34个核苷酸,溶点在60~68℃间。使用这类引物可提高PCR反应的退火温度来增加反应的特异性。这点非常重要,长片段扩增的效果往往受到非特异性短片段优先扩增的影响。 变性:第一步变性在94℃下进行2分钟。在循环过程中尽可能缩短变性时间(94℃下进行20--30秒),除非模板中富含GC,则95℃下变性30秒。这可以防止DNA脱嘌啉和链断裂,对于所需扩增的基因组DNA片段终长度超过12 kb时,应该尽可能的降低变性温度。 延伸:68--72℃下进行延伸操作。 循环延伸:尽量采用循环延伸的条件,若PCR仪无此功能,则必须增加延伸的时间,例如在扩增10kb片断时,延伸时间用10分钟替代原来的8分钟。 长片断PCR系统扩增的片断其3’-末端带有一个突出的A,因此建议采用T/A克隆。若要进行平端可隆,可用Klenow酶和T4 DNA多聚酶将PCR产物补平后再进行。 测序时因酶的混合物带有3’→5’外切酶活性,用Sanger方法进行测序不能产生均一的(染色体)带型。

qPCR实验操作流程

Q-PCR实验流程 一、①实验前准备,每天早上到实验室后,先把超净工作台的紫外灯打 开15-20分钟。②超净台前做实验,需佩戴干净的橡胶手套/一次性薄膜手套,RNA抽提需带口罩。③取EP管/枪头时需用镊子,不可以用使用过的手套直接取用。取完EP管/枪头后,袋子及时封好。④橡胶手套须放入超净台照射紫外,实验操作过程中不得带出超净台,移液器在一天工作结束后调至最大量程,并用75%乙醇清洁移液器,枪头盒及超净台面。⑤实验进行的过程中或观看实验时,没有带口罩不要在超净台前讲话。 二、总RNA抽提 1)细胞培养皿中细胞样品用1*PBS洗两次后,用1ml枪将PBS吸干净,加入1ml Trizol (Invitrogen)溶液,吹打混匀,并吸至1.5ml RNase free EP管中使细胞充分裂解,室温静置5min; 组织样品用液氮充分研磨,加入1ml Trizol (Invitrogen)溶液,混匀,室温放置5min使其充分裂解;(管盖与管壁都需标记样品名称) 2)加入200μl氯仿,剧烈振荡混匀30s,使水相和有机相充分接触,室温静置3-5min;(离心时离心管按顺序排放,离心完毕,离心管的顺序也按顺序排好,与第一步的顺序一致) 3)4℃下,14,000g离心15min,可见分为三层,RNA在上层水相,移至另一个新的RNase free EP管;(用20-200ul的枪吸取上清,吸上清时,枪头应沿着液面上层吸取上清,枪头不可碰到、吸到中间层) 4)沉淀RNA:加入等体积异丙醇,轻柔地充分混匀(颠倒6-8次)(不应用振荡器混匀),室温静置10min; 5)4℃下,14,000g离心10min,收集RNA沉淀(如离心后仍不见EP管底部有沉淀,应将EP管放置在-80度冰箱过夜,继续在4℃下,14,000g 离心10min,收集RNA沉淀),去上清; 6)用75%乙醇洗涤两次(12,000g离心5min)(加入乙醇后只需轻轻颠倒EP管即可,不用振荡器震荡或枪头吸打沉淀),超净台风干;沉淀不

pcr技术原理简介

PCR技术的基本原理 PCR技术的基本原理类似于DNA的天然复制过程,其特异性依赖于与靶序列两端互补的寡核苷酸引物。PCR由变性--退火--延伸三个基本反应步骤构成: ①模板DNA的变性:模板DNA经加热至93℃左右一定时间后,使模板DNA 双链或经PCR扩增形成的双链DNA解离,使之成为单链,以便它与引物结合,为下轮反应作准备; ②模板DNA与引物的退火(复性):模板DNA经加热变性成单链后,温度降至55℃左右,引物与模板DNA单链的互补序列配对结合; ③引物的延伸:DNA模板--引物结合物在TaqDNA聚合酶的作用下,以dNTP 为反应原料,靶序列为模板,按碱基配对与半保留复制原理,合成一条新的与模板DNA 链互补的半保留复制链重复循环变性--退火--延伸三过程,就可获得更多的“半保留复制链”,而且这种新链又可成为下次循环的模板。每完成一个循环需2~4分钟, 2~3小时就能将待扩目的基因扩增放大几百万倍。(Plateau)。到达平台期所需循环次数取决于样品中模板的拷贝。 PCR的反应动力学 PCR的三个反应步骤反复进行,使DNA扩增量呈指数上升。反应最终的DNA 扩增量可用Y=(1+X)n计算。Y代表DNA片段扩增后的拷贝数,X表示平(Y)均每次的扩增效率,n代表循环次数。平均扩增效率的理论值为100%,但在实际反应中平均效率达不到理论值。反应初期,靶序列DNA片段的增加呈指数形式,随着PCR产物的逐渐积累,被扩增的DNA 片段不再呈指数增加,而进入线性增长期或静止期,即出现“停滞效应” ,这种效应称平台期数、PCR 扩增效率及DNA聚合酶PCR的种类和活性及非特异性产物的竟争等因素。大多 数情况下,平台期的到来是不可避免的。 PCR扩增产物 可分为长产物片段和短产物片段两部分。短产物片段的长度严格地限定在两个引物链5'端之间,是需要扩增的特定片段。短产物片段和长产物片段是由于引

QPCR原理及应用

QPCR原理及应用 由于Real-time qPCR的众多优点,现在已经是生命科学领域的一项常规技术。越来越多的研究文章中涉及RT-PCR的实验,也基本上被real-time qPCR 所代替。由于real-time aPCR 输出的数据不同于常规的PCR 电泳检测,很多没有做过real-time qPCR的研究者常常感到高深莫测,不知从何入手;甚至一些做过次实验的研究者也会对数据处理分析感到迷惑,不知所措。 本文就从real-time qPCR的发展史说起,包括real-time qPCR的原理,实验设计,实际操作,数据分析,常见问题解答五个方面,手把手教你从各个方面了解real-time qPCR,彻底的从菜鸟到高手! 一、Real-time qPCR发展史 Real-time qPCR就是在PCR扩增过程中,通过荧光信号,对PCR进程进行实时检测。由于在PCR扩增的指数时期,模板的Ct 值和该模板的起始拷贝数存在线性关系,所以成为定量的依据。由于常规的PCR的缺点,real-time qPCR 由于其操作简便,灵敏度高,重复性好等优点发展非常迅速。现在已经涉及到生命科学研究的各个领域,比如基因的差异表达分析,SNP检测,等位基因的检测,药物开发,临床诊断,转基因研究等。 在Real-time qPCR技术的发展过程中,定量PCR仪的发展起了至关重要的作用。1995年,美国PE公司(已经并入Invitrogen公司)成功研制了Taqman 技术,1996年推出了首台荧光定量PCR检测系统,通过检测每个循环的荧光强度,通过Ct值进行数据分析。从而荧光定量PCR获得广泛应用。现在的定量PCR 仪有ABI7000、7300、7500,7700、7900HT、StepOnePlusTM、StepOneTM、PRISM@StepOneTM系列;BIO-RAD的CFX96、iCycler iQ5@、MyiQ@、MJ Research Chromo4TM Opticon 系列;Stratagene MxTM系列;Roche LightCycler@系列;Eppendorf Masercycler@;Corbett Rotor-GeneTM;Cepheid SmartCycler@和BIOER的LineGene系列。 随国内生命科学的快速发展,科研水平不断提高,发高水平文章已不再是新鲜事。与其同时,国内公司经过长期不懈的努力,也有自主研发的real-time PCR

PCR原理及过程

PCR技术原理、实验步骤和应用 来源:易生物实验浏览次数:3623 网友评论0 条 PCR技术,即聚合酶链反应(polymerase chain reaction,PCR)是由美国PE Cetus公司的Kary Mullis在1983年(1993年获诺贝尔化学奖)建立的。这项技术可在试管内的经数小时反应就将特定的DNA片段扩增数百万倍,这种迅速获取大量单一核酸片段的技术在分子生物学研究中具有举足轻重的意义,极大地推动了生命科学的研究进展。 关键词:PCR技术PCR聚合酶链反应 一、实验目的 1.掌握聚合酶链式反应的原理。 2. 掌握移液枪和PCR仪的基本操作技术。 二、实验原理 PCR技术,即聚合酶链反应(polymerase chain reaction,PCR)是由美国PE Cetus 公司的Kary Mullis在1983年(1993年获诺贝尔化学奖)建立的。这项技术可在试管内的经数小时反应就将特定的DNA片段扩增数百万倍,这种迅速获取大量单一核酸片段的技术在分子生物学研究中具有举足轻重的意义,极大地推动了生命科学的研究进展。它不仅是DNA分析最常用的技术,而且在DNA重组与表达、基因结构分析和功能检测中具有重要的应用价值。 PCR可以被认为是与发生在细胞内的DNA复制过程相似的技术,其结果都是以原来的DNA为模板产生新的互补DNA片段。细胞中DNA的复制是一个非常复杂的过程。参与复制的有多种因素。PCR是在试管中进行的DNA复制反应,基本原理与细胞内DNA复制相似,但反应体系相对较简单。

PCR由变性--退火--延伸三个基本反应步骤构成:①模板DNA的变性:模板DNA 经加热至94℃左右一定时间后,使模板DNA双链或经PCR扩增形成的双链DNA 解离,使之成为单链,以便它与引物结合,为下轮反应做准备; ②模板DNA与引物的退火(复性):模板DNA经加热变性成单链后,温度降至55℃左右,引物与模板DNA单链的互补序列配对结合; ③引物的延伸:DNA模板--引物结合物在Taq酶的作用下,以dNTP为反应原料,靶序列为模板,按碱基配对与半保留复制原理,合成一条新的与模板DNA 链互补的半保留复制链。 重复循环变性--退火--延伸三过程,就可获得更多的“半保留复制链”,而且这种新链又可成为下次循环的模板。每完成一个循环需2~4分钟, 2~3小时就能将待扩目的基因扩增放大几百万倍。 三、实验试剂与器材 模板DNA、L dNTP Taq DNA聚合酶(5U/μL)、SSR引物 O 10 ×buffer、15mmol/L Mg2+、ddH 2 PCR仪、移液枪、PCR板 四、实验步骤 1、配制20μL反应体系,在PCR板中依次加入下列溶液: 模板DNA 2μL 引物1 1μL 引物2 1μL dNTP μL

(待分)rtpcr原理和实验步骤

原理与实验步骤 一、知识背景: 、基因表达: 单拷贝基因表达存在逐步放大机制,如一个蚕丝心蛋白基因个丝心蛋白(每个存活,可以合成个丝心蛋白)共合成个丝心蛋白。因此单拷贝基因的表达水平对于其功能水平的调控是非常重要的。 、技术( ):即聚合酶链式反应。 在模板、引物和四种脱氧核苷酸存在的条件下依赖于聚合酶的酶促反应,其特异性由两我工合成的引物序列决定。反应分三步: .变性:通过加热使双螺旋的氢键断裂,形成单链。 .退火:将反应混合液冷却至某一温度,使引物与模板结合。 .延伸:在聚合酶和及+存在下,退火引物沿’’方向延伸。 以上三步为一个循环,如此反复。 、逆转录酶和 逆转录酶()是存在于病毒体内的依赖的聚合酶,至少具有以下三种活性: 、依赖的聚合酶活性:以为模板合成第一条链。 、水解活性:水解杂合体中的。 、依赖的聚合酶活性:以第一条链为模板合成互补的双链. 二、的准备: .引物的设计及其原则: ) 引物的特异性决定反应特异性。因此引物设计是否合理对于整个实验有着至关重要的影响。在引物设计时要充分考虑到可能存在的同源序列,同种蛋白的不同亚型,不同的剪切方式以及可能存在的对引物的特异性的影响。尽量选择覆盖相连两个内含子的引物,或者在目的蛋白表达过程中特异存在而在其他亚型中不存在的内含子。 ) 引物设计原则的把握 引物设计原则包括 : 、引物长度:一般为~,引物太短会影响的特异性,引物太长的最适延伸温度会超过酶的最适温度,也影响反应的特异性。 、碱基分布:四种碱基最好应随机分布,避免嘌呤或嘧啶的聚集存在,特别是连续出现个以上的单一碱基。含量(值):%~%,扩增的复性温度一般是较低值减去~度。 、’端要求:’端必须与模板严格互补,不能进行任何修饰,也不能有形成任何二级结构的可能。末位碱基是时错配的引发效率最低,、居中间,因此引物的’端最好选用、、而尽可能避免连续出现两个以上的。 、引物自身二级结构:引物自身不应存在互补序列,否则会自身折叠成发夹状结构或引物自身复性。 、引物之间的二级结构:两引物之间不应有多于个连续碱基互补,’端不应超过个。、同源序列:引物与非特异扩增序列的同源性应小于连续个的互补碱基存在。 、’端无严格限制:’末端碱基可以游离,但最好是或,使产物的末端结合稳定。还可以进行特异修饰(标记、酶切位点等)等等。 根据实验目的选择适当的引物。常用引物设计软件如,等对于这些条件都可以自行设置。 、耗材:

RT-PCR的实验原理与操作步骤

提取组织或细胞中的总RNA以其中的mRN作为模板,采用Oligo(dT)或随机引物利用逆转录酶反转录成cDNA再以cDNA为模板进行PCR扩增,而获得目的基因或检测基因表达。RT-PCF使测的灵敏性提高了几个数量级,使一些极为微量 RNA羊品分析成为可能。该技术主要用于:分析基因的转录产物、获取目的基因、合成cDNA探针、构建RNA高效转录系统。 (一)反转录酶的选择 1. Moloney 鼠白血病病毒(MMLV)反转录酶:有强的聚合酶活性,RNA酶H活 性相对较弱。最适作用温度为37 C。 2. 禽成髓细胞瘤病毒(AMV)反转录酶:有强的聚合酶活性和 RNA 酶 H 活性。 最适作用温度为42 C。 3. Thermus thermophilus 、 Thermus flavus 等嗜热微生物的热稳定性反转录 酶:在Mn2存在下,允许高温反转录 RNA,以消除RNA模板的二级结构。 4. MMLV 反转录酶的 RNase H- 突变体:商品名为 SuperScript 和 SuperScript U。此种酶较其它酶能多将更大部分的RNA转换成cDNA,这一 特性允许从含二级结构的、低温反转录很困难的 m 模板合成较长 cDNA 。 (二)合成 cDNA 引物的选择 1. 随机六聚体引物:当特定 mRNA 由于含有使反转录酶终止的序列而难于拷贝 其全长序列时,可采用随机六聚体引物这一不特异的引物来拷贝全长 mRNA 。 用此种方法时,体系中所有RNA分子全部充当了 cDNA第一链模板,PCR引物在扩增过程中赋予所需要的特异性。通常用此引物合成的 cDNA 中 96%来源 于 rRNA。 2. Oligo(dT) :是一种对 mRNA 特异的方法。因绝大多数真核细胞 mRNA 具有

PCR技术原理模板

PCR技术原理 PCR产物的电泳检测时间一般为48h以内,有些最好于当日电泳检测,大于48h后带型不规则甚致消失。 一.假阴性,不出现扩增条带 PCR反应的关键环节有①模板核酸的制备,②引物的质量与特异性,③酶的质量及活性④PCR循环条件。寻找原因亦应针对上述环节进行分析研究。 模板:①模板中含有杂蛋白质,②模板中含有Taq酶抑制剂,③模板中蛋白质没有消化除净,特别是染色体中的组蛋白,④在提取制备模板时丢失过多,或吸入酚。⑤模板核酸变性不彻底。在酶和引物质量好时,不出现扩增带,极有可能是标本的消化处理,模板核酸提取过程出了毛病,因而要配制有效而稳定的消化处理液,其程序亦应固定不宜随意更改。 酶失活:需更换新酶,或新旧两种酶同时使用,以分析是否因酶的活性丧失或不够而导致假阴性。需注意的是有时忘加Taq 酶或溴乙锭。 引物:引物质量、引物的浓度、两条引物的浓度是否对称,是PCR失败或扩增条带不理想、容易弥散的常见原因。有些批号的引物合成质量有问题,两条引物一条浓度高,一条浓度低,造成低效率的不对称扩增,对策为:①选定一个好的引物合成单位。②引物的浓度不仅要看OD值,更要注重引物原液做琼脂糖

凝胶电泳,一定要有引物条带出现,而且两引物带的亮度应大体一致,如一条引物有条带,一条引物无条带,此时做PCR有可能失败,应和引物合成单位协商解决。如一条引物亮度高,一条亮度低,在稀释引物时要平衡其浓度。③引物应高浓度小量分装保存,防止多次冻融或长期放冰箱冷藏部分,导致引物变质降解失效。④引物设计不合理,如引物长度不够,引物之间形成二聚体等。 Mg2+浓度:Mg2+离子浓度对PCR扩增效率影响很大,浓度过高可降低PCR扩增的特异性,浓度过低则影响PCR扩增产量甚至使PCR扩增失败而不出扩增条带。 反应体积的改变:通常进行PCR扩增采用的体积为20ul、30ul、50ul。或100ul,应用多大体积进行PCR扩增,是根据科研和临床检测不同目的而设定,在做小体积如20ul后,再做大体积时,一定要模索条件,否则容易失败。 物理原因:变性对PCR扩增来说相当重要,如变性温度低,变性时间短,极有可能出现假阴性;退火温度过低,可致非特异性扩增而降低特异性扩增效率退火温度过高影响引物与模板的结合而降低PCR扩增效率。有时还有必要用标准的温度计,检测一下扩增仪或水溶锅内的变性、退火和延伸温度,这也是PCR 失败的原因之一。 靶序列变异:如靶序列发生突变或缺失,影响引物与模板特异性结合,或因靶序列某段缺失使引物与模板失去互补序列,其

PCR技术及原理

PCR定义:PCR(Polymerase Chain Reaction)即聚合酶链式反应,是指在DNA聚合酶催化下,以母链DNA为模板,以特定引物为延伸起点,通过变性、退火、延伸等步骤,体外复制出与母链模板DNA互补的子链DNA的过程。是一项DNA 体外合成放大技术,能快速特异地在体外扩增任何目的DNA。可用于基因分离克隆,序列分析,基因表达调控,基因多态性研究等许多方面。 PCR技术的基本原理 一、PCR反应成分: 1、模板DNA; 2、引物; 3、四种脱氧核糖核苷酸; 4、DNA聚合酶; 5、反应缓冲液、Mg2+等。 二、PCR反应基本步骤: 1、变性(denaturation):通过加热使模板DNA的双链之间的氢键断裂,双链分开而成单链的过程,高温使双链DNA解离形成单链(94℃,30s)。 2、退火(annealling):当温度降低时,引物与模板DNA中互补区域结合成杂交分子,低温下,引物与模板DNA互补区结合(55℃,30s)。 3、延伸(extension):在DNA聚合酶、dNTPs、 Mg2+存在下,DNA聚合酶催化引物按5’→3’方向延伸,合成出与模板DNA 链互补的DNA子链,中温延伸,DNA聚合酶催化以引物为起始点的DNA链延伸反应(70~72℃,30~60s)以上述三个步骤为一个循环,每一循环的产物均可作为下一个循环的模板,经过n次循环后,目的DNA以2n的形式增加。 PCR扩增的基本方法 PCR反应的成分和作用

总体积:一般为25μl~100μl 一、无Mg2+buffer:由纯水、kcl、Tris组成。Tris用于调节反应体系pH值,使Taq酶在偏碱性环境中反挥活性。kcl可降低退火温度,但不能超过50?mmol/L,否则会抑制DNA聚合酶活性。二、Mg2+:终浓度为1.5~2.0mmol/L,其对应dNTP 为200?μmol/L,注意Mg2+与dNTPs之间的浓度关系,由于dNTP与Taq酶竟争Mg2+,当dNTP浓度达到1?mmol/L时会抑制Taq酶的活性。?Mg2+能影响反应的特异性和产率。、 三、BSA:一般用乙酰化的BSA,起着减少PCR管对Taq酶的吸附作用,对Taq酶有保护作用。 四、底物(dNTPs):dNTPs具有较强酸性,其储存液用NaOH调pH值至7.0~7.5,一般存储浓度为10 mmol/L,各成份以等当量配制,反应终浓度为20~200μmol/L。高浓度可加速反应,但同时增加错误掺入和实验成本;低浓度可提高精确性,而反应速度会降低。 五、Taq酶:能耐95℃高温而不失活,其最适pH值为8.3~8.5,最适温度为75~80℃,一般用72℃。能催化以DNA 单链为模板,以碱基互补原则为基础,按5’→3’方向逐个将dNTP分子连接到引物的3’端,合成一条与模板DNA互补的新的DNA子链。无3’→5’的外切酶活性,没有校正功能。某种dNTP或Mg2+浓度过高,会增加其错配率。用量一般为0.5~5个单位/100μl。 六、模板:PCR对模板DNA的纯度不要求很高,但应尽量不含有对PCR反应有抑制作用的杂质存在,如蛋白酶、核酸酶、TqaDNA聚合酶抑制剂、能与DNA结合的蛋白质。模板DNA的量不能太高,否则扩增可能不会成功,在此情况下可适当稀释模板。 七、引物:引物浓度一般为0.1~0.5μmol/L,浓度过高会引起错配和非特异扩增,浓度过低则得不到产物或产量过低。引物长度一般15~30个碱基,引物过长或过短都会降低特异性。其3’末端一定要与模板DNA配对,末位碱基最好选用A、C、G(因T错配也能引发链的延伸)。 引物G+C约占45~55%,碱基应尽量随机分布,避免嘧啶或嘌呤堆积,两引物之间不应有互补链存在,不能与非目的扩增区有同源性。 PCR反应条件的选择(影响因素) 温度参数: 1、变性:模板变性完全与否是PCR成功的关键,一般先于94℃(或95℃)变性3~10min,接着94℃变性30~60s。 2、退火:退火温度一般低于引物本身变性温度5℃。引物长度在15~25bp可通过公Tm=(G+C)×4℃+(A+T)×2℃计算退火温度,一般退火温度在40~60℃之间,时间为30~45s。如果(G+C)低于50%,退火温度应低于55℃。较高的退火温度可提高反应的特异性。 3、延伸:延伸温度应在Taq酶的最适温度范围之内,一般在70~75℃。延伸时间要根据DNA聚合酶的延伸速度和目的扩增片段的长度确定,通常对于1kb以内的片段1min是够用的。 循环数: PCR的循环数主要由模板DNA的量决定,一般20~30次循环数较合适,过多的循环数会增加非特异扩增产物,具体要多少循环数可通过预试验确定。 PCR产物积累规律: 反应初期产物以2n呈指数形式增加,至一定的循环数后,引物、模板、DNA聚合酶形成一种平衡,产物进入一个缓慢增长时期(“停滞效应”),即“平台期”。到达平台期所需PCR循环数与模板量、PCR扩增效率、聚合酶种类、非特异产物竟争有关。

半定量RT-PCR的实验原理和方法步骤

半定量RT-PCR的实验原理和方法步骤 以下实验步骤仅供参考: 1 样品RNA的抽提 ①取冻存已裂解的细胞,室温放置5分钟使其完全溶解。 ②两相分离每1ml的TRIZOL试剂裂解的样品中加入0.2ml的氯仿,盖紧管盖。手动剧烈振荡管体15秒后,15到30℃孵育2到3分钟。4℃下12000rpm离心15分钟。离心后混合液体将分为下层的红色酚氯仿相,中间层以及无色水相上层。RNA全部被分配于水相中。水相上层的体积大约是匀浆时加入的TRIZOL试剂的60%。 ③RNA沉淀将水相上层转移到一干净无RNA酶的离心管中。加等体积异丙醇混合以沉淀其中的RNA,混匀后15到30℃孵育10分钟后,于4℃下12000rpm 离心10分钟。此时离心前不可见的RNA沉淀将在管底部和侧壁上形成胶状沉淀块。 ④RNA清洗移去上清液,每1mlTRIZOL试剂裂解的样品中加入至少1ml的75%乙醇(75%乙醇用DEPCH2O配制),清洗RNA沉淀。混匀后,4℃下7000rpm离心5分钟。 ⑤RNA干燥小心吸去大部分乙醇溶液,使RNA沉淀在室温空气中干燥5-10分钟。 ⑥溶解RNA沉淀溶解RNA时,先加入无RNA酶的水40μl用枪反复吹打几次,使其完全溶解,获得的RNA溶液保存于-80℃待用。 2 RNA质量检测 1)紫外吸收法测定 先用稀释用的TE溶液将分光光度计调零。然后取少量RNA溶液用TE稀释(1:100)后,读取其在分光光度计260nm和280nm处的吸收值,测定RNA溶液浓度和纯度。 ①浓度测定 A260下读值为1表示40 μg RNA/ml。样品RNA浓度(μg/ml)计算公式为:A260 ×稀释倍数× 40 μg/ml。具体计算如下: RNA溶于40 μl DEPC水中,取5ul,1:100稀释至495μl的TE中,测得A260 = 0.21 RNA 浓度= 0.21 ×100 ×40 μg/ml = 840 μg/ml 或0.84 μg/μl 取5ul用来测量以后,剩余样品RNA为35 μl,剩余RNA总量为: 35 μl × 0.84 μg/μl = 29.4 μg ②纯度检测 RNA溶液的A260/A280的比值即为RNA纯度,比值范围1.8到2.1。 2)变性琼脂糖凝胶电泳测定 ①制胶 1g琼脂糖溶于72ml水中,冷却至60℃,10 ml的10× MOPS电泳缓冲液和18 ml 的37% 甲醛溶液(12.3 M)。 10×MOPS电泳缓冲液 浓度成分 0.4M MOPS,pH 7.0 0.1M 乙酸钠 0.01M EDTA 灌制凝胶板,预留加样孔至少可以加入25 μl溶液。胶凝后取下梳子,将凝胶板

PCR技术的原理与方法

PCR定义 PCR(Polymerase Chain Reaction)即聚合酶链式反应,是指在DNA聚合酶催化下,以母链DNA 为模板,以特定引物为延伸起点,通过变性、退火、延伸等步骤,体外复制出与母链模板DNA互补的子链DNA的过程。是一项DNA体外合成放大技术,能快速特异地在体外扩增任何目的DNA。可用于基因分离克隆,序列分析,基因表达调控,基因多态性研究等许多方面。 PCR技术的基本原理 一.PCR反应成分: 1.模板DNA; 2.引物; 3.四种脱氧核糖核苷酸; 4.DNA聚合酶; 5.反应缓冲液、Mg2 等。 二.PCR反应基本步骤: 1.变性:高温使双链DNA解离形成单链(94℃,30s)。 2.退火:低温下,引物与模板DNA互补区结合(55℃,30s)。 3.延伸:中温延伸。DNA聚合酶催化以引物为起始点的DNA链延伸反应(70~72℃,30~60s) 1.变性(denaturation):通过加热使模板DNA的双链之间的氢键断裂,双链分开而成单链的过程。 2.退火(annealling):当温度降低时,引物与模板DNA中互补区域结合成杂交分子。 3.延伸(extension):在DNA聚合酶、dNTPs、Mg2 存在下,DNA聚合酶催化引物按5’→3’方向延伸,合成出与模板DNA链互补的DNA子链。 以上述三个步骤为一个循环,每一循环的产物均可作为下一个循环的模板,经过n次循环后,目的

DNA以2n的形式增加。 ?PCR扩增的基本方法 ?PCR反应的成分和作用 总体积:一般为25μl~100 μl (一)无Mg2 buffer:由纯水、kcl、Tris组成。Tris用于调节反应体系pH值,使Taq酶在偏碱性环境中反挥活性。kcl可降低退火温度,但不能超过50 mmol/L,否则会抑制DNA聚合酶活性。(二)Mg2 :终浓度为1.5~2.0mmol/L,其对应dNTP为200 μmol/L,注意Mg2 与dNTPs之间的浓度关系,由于dNTP与Taq酶竟争Mg2 ,当dNTP浓度达到1 mmol/L时会抑制Taq酶的活性。M

RTPCR实验步骤

RT-PCR实验有三步:抽提RNA,RT,PCR。 要求: 1.做RT前必需测RNA浓度,逆转录体系对RNA量还是有一些要求,常用500ng或1ug。 2.RT按要求做,一般不会出太大问题。 3.PCR,按常规。但如需扩长片段,则对前两步要求较高,需要有完整的cDNA存在,不是单改变Mg2+浓度、退火温度能解决的。 1)RT和PCR时的引物设计是不是一定要先知道目的基因的序列?必须 在RT时,引物设计有3种方法即a:Random9mers;b:OligodT-AdaptorPrimer;和c:特异的下游引物。如果用a和b 方法,是扩增的所有的cDNA(理论上),还要用此产物做PCR的模板继续扩增。

问题: 在做RT-PCR遇到一怪现象,即对同一动物不同组织扩增同一段基因,结果从一种组织中可以扩出我的目的基因,条带非常的好,而另一组织在同样的条件下却得到许多非特异性的条带,尝试其他条件同样无法得到满意的结果,百思不得其解!(注:已肯定该基因在两种组织中都表达,且内参照在两种组织都可扩增出来) 从这两种组织中提取的RNA的量是不一样的,我测过吸光度,差异还很大,会不会和这有关呢?请高手指教! 解答: 1.RT-PCR有两种做法: 条件具备的话可用kit进行一步法进行;若条件不太好的话可分两步进行逆转录再PCR。但后来发现两步法的结果更加理想,条带特异性强且无拖尾现象,我推测是体系更加单一比较利于PCR的进行,当然也可能是我买的kit不太好。(promega)。 2.RT-PCR应具备的条件 高质量的RNA(保留后可做5‘,3’RACE);引物的(最好产物短点);若涉及粗略定量的话还应考虑RNA的浓度或是cDNA的浓

RTPCR原理和实验步骤

RT—PCR原理与实验步骤 一、知识背景: 1、基因表达:DNA RNA Protein 单拷贝基因表达存在逐步放大机制,如一个蚕丝心蛋白基因 104个丝心蛋白mRNA(每个mRNA存活4d,可以合成105个丝心蛋白) 共合成109个丝心蛋白。因此单拷贝基因的mRNA表达水平对于其功能水平的调控是非常重要的。 2、PCR技术(Polymerase chain reaction):即聚合酶链式反应。 在模板、引物和四种脱氧核苷酸存在的条件下依赖于DNA聚合酶的酶促反应,其特异性由两个人工合成的引物序列决定。反应分三步: A。变性:通过加热使DNA双螺旋的氢键断裂,形成单链DNA; B.退火:将反应混合液冷却至某一温度,使引物与模板结合. C。延伸:在DNA聚合酶和dNTPs及Mg2+存在下,退火引物沿5’3’方向延伸。以上三步为一个循环,如此反复。 3、逆转录酶和RT-PCR 逆转录酶(reverse transcriptase)是存在于RNA病毒体内的依赖RNA的DNA聚合酶,至少具有以下三种活性: 1、依赖RNA的DNA聚合酶活性:以RNA为模板合成cDNA第一条链; 2、Rnase水解活性:水解RNA:DNA杂合体中的RNA; 3、依赖DNA的DNA聚合酶活性:以第一条DNA链为模板合成互补的双链cDNA。 二、RT—PCR的准备: 1。引物的设计及其原则: 1)引物的特异性决定PCR反应特异性.因此引物设计是否合理对于整个实验有着至关重要的影响。在引物设计时要充分考虑到可能存在的同源序列,同种蛋白的不同亚型,不同的mRNA剪切方式以及可能存在的hnRNA对引物的特异性的影响。尽量选择覆盖相连两个内含子的引物,或者在目的蛋白表达过程中特异存在而在其他亚型中不存在的内含子。 2) 引物设计原则的把握 引物设计原则包括: a、引物长度:一般为15~30bp ,引物太短会影响PCR的特异性,引物太长PCR的最适延伸温度会超过Taq酶的最适温度,也影响反应的特异性。 b、碱基分布:四种碱基最好应随机分布,避免嘌呤或嘧啶的聚集存在,特别是连续出现3个以上的单一碱基。GC含量(Tm值):40%~60%,PCR扩增的复性温度一般是较低Tm值减去5~10度.

PCR技术(原理、分类、步骤及主要试剂、设备准备)

聚合酶链式反应(P C R)原理 DNA的半保留复制时,双链DNA在多种酶的作用下可以变性解链成单链,在DNA聚合酶与启动子的参与下,根据碱基互补配对原则复制成同样的两分子挎贝。在实验条件下,DNA在高温时也可以发生变性解链,当温度降低后又可以复性成为双链。因此,通过温度变化控制DNA的变性和复性,并设计引物做启动子,加入DNA聚合酶、dNTP就可以完成特定基因的体外复制。PCR类似于DNA的天然复制过程,其特异性依赖于与靶序列两端互补的寡核苷酸引物。 PCR由变性- 退火(复性)- 延伸三个基本反应步骤构成: ①模板DNA的变性:模板DNA经加热至94℃左右一定时间后,使模板DNA双链或经PCR扩增形成的双链DNA解离,使之成为单链,以便它与引物结合,为下轮反应作准备; ②模板DNA与引物的退火(复性):模板DNA经加热变性成单链后,温度降至40~60℃左右,引物与模板DNA单链的互补序列配对结合; ③引物的延伸:DNA模板- 引物结合物在DNA聚合酶的作用下,于72℃左右,以dNTP为反应原料,靶序列为模板,按碱基配对与半保留复制原理,合成一条新的与模板DNA链互补的半保留复制链,重复循环就可获得更多的“半保留复制链”,而且这种新链又可成为下次循环的模板。每完成一个循环需2~4分钟,2~3小时就能将待扩目的基因扩增放大几百万倍。 PCR技术分类(常用) (1)反向PCR技术(Inverse PCR, IPCR):反向PCR是克隆已知序列旁侧序列的一种方法.主要原理是用一种在已知序列中无切点的限制性内切酶消化基因组DNA.后酶切片段自身环化.以环化的DNA作为模板,用一对与已知序列两端特异性结合的引物,扩增夹在中间的未知序列。该扩增产物是线性的DNA片段,大小取决于上述限制性内切酶在已知基闲侧翼DNA序列内部的酶切位点分布情况。用不同的限制性内切酶消化,可以得到大小不同的模板DNA,再通过反向PCR获得未知片段。 (2)锚定PCR技术(Anchored PCR, APCR):用酶法在一通用引物反转录cDNA3’-末端加上一段已知序列, 然后以此序列为引物结合位点对该cDNA进行扩增, 称为APCR。 (3)不对称PCR技术(asymmetric PCR):两种引物浓度比例相差较大的PCR技术称不对称PCR。在扩增循环中引入不同的引物浓度, 常用50~100÷1比例。在最初的10~15个循环中主要产物还是双链DNA, 但当低浓度引物被消耗尽后, 高浓度引物介导

反转录PCR-步骤和方法

反转录P C R-步骤和方 法 本页仅作为文档封面,使用时可以删除 This document is for reference only-rar21year.March

反转录PCR 科技名词定义 中文名称:反转录PCR 英文名称:reverse transcription PCR;RT-PCR 定义:扩增mRNA的一种实验技术。先将mRNA反转录成cDNA,然后再以 cDNA为模板,用PCR方法加以扩增。 应用学科:遗传学(一级学科);基因组学(二级学科) 以上内容由全国科学技术名词审定委员会审定公布 目录 一、反转录酶的选择 二、合成cDNA引物的选择 三、操作步骤 四、注意事项 RT-PCR反应原理 [1] 反转录PCR(Reverse Transcription-Polymerase Chain Reaction,RT-PCR)又称为逆转录PCR。其原理是:提取组织或细胞中的总RNA,以其中的mRNA作为模板,采用Oligo(dT)或随机引物利用逆转录酶反转录成cDNA。再以cDNA为模板进行PCR扩增,而获得目的基因或检测基因表达。RT-PCR使RNA检测的灵敏性提高了几个数量级,使一些极为微量RNA样品分析成为可能。该技术主要用于:分析基因的转录产物、获取目的基因、合

成cDNA探针、构建RNA高效转录系统。 RT- PCR(Reverse Transcription-Polymerase

Chain Reaction)即逆转录PCR,是将RNA的逆转录(RT)和cDNA的聚合酶链式扩增反应(PCR)相结合的技术。RT-PCR技术灵敏而且用途广泛,可用于检测细胞/组织中基因表达水平,细胞中RNA病毒的含量和直接克隆特定基因的cDNA序列等。 编辑本段一、反转录酶的选择 1. Money 鼠白血病病毒(MMLV)反转录酶:有强的聚合酶活性,RNA酶H活性相对较弱。最适作用温度为37℃。 2.禽成髓细胞瘤病毒(AMV)反转录酶:有强的聚合酶活性和RNA酶H活性。最适作用温度为42℃。 3.Thermus thermophilus、Thermus flavus等嗜热微生物的热稳定性反转录酶:在Mn2 存在下,允许高温反转录RNA,以消除RNA模板的二级结构。 4.MMLV反转录酶的RNase H-突变体:商品名为SuperScript 和SuperScriptⅡ。此种酶较其它酶能多将更大部分的RNA转换成cDNA,这一特性允许从含二级结构的、低温反转录很困难的mRNA模板合成较长cDNA。 编辑本段二、合成cDNA引物的选择 1.随机六聚体引物:当特定mRNA由于含有使反转录酶终止的序列而难于拷贝其全长序列时,可采用随机六聚体引物这一不特异的引物来拷贝全长mRNA。用此种方法时,体系中所有RNA分子全部充当了cDNA第一链模板,PCR引物在扩增过程中赋予所需要的特异性。通常用此引物合成的cDNA 中96%来源于rRNA。 2. Oligo(dT):是一种对mRNA特异的方法。因绝大多数真核细胞mRNA具有3’端Poly(A )尾,此引物与其配对,仅mRNA可被转录。由于Poly(A )RNA仅占总RNA的1-4%,故此种引物合成的cDNA比随机六聚体作为引物和得到的cDNA在数量和复杂性方面均要小。 3.特异性引物:最特异的引发方法是用含目标RNA的互补序列的寡核苷酸作为引物,若PCR反应用二种特异性引物,第一条链的合成可由与mRNA 3’端最靠近的配对引物起始。用此类引物仅产生所需要的cDNA,导致更为特异的PCR扩增。

pcr技术的基本原理

在科学研究中,每一项新技术的创立都会带来一系列新的研究成果问世,从而推动着各学科的发展。纵观形态研究领域,50年代电子显微镜引入形态学观察领域,带来了从细胞水平到亚细胞水平的深入研究;60-70年代,免疫组织化学与免疫细胞化学技术的广泛应用,又将观察的水平由亚细胞结构推向了蛋白质分子水平,使细胞内众多的活性物质得以进行细胞或亚细胞水平的定位,对医学生物学的发展无疑产生了深刻的影响。70年代,分子生物学技术在形态学中的广泛应用,随着原位杂交技术的出现,使组织细胞内特定的DNA或RNA 序列能够被定位,将蛋白质水平又提高到基因水平即核酸分子的观察和定位,从而使人类对许多生命现象在基因水平上的认识得以深化;80年代,分子生物学领域中一项具有强大生命力的技术PCR——多聚酶链反应技术问世了,很快地就被引入形态学观察的领域,使细胞内低拷贝或单拷贝的特定DNA或RNA得以进行定位及观察。这一技术的问世,必将带来更多的研究成果,使形态学的研究又向前迈出一大步。 基本原理 原位PCR技术的基本原理,就是将PCR技术的高效扩增与原位杂交的细胞定位结合起来,从而在组织细胞原位检测单拷贝或低拷贝的特定的DNA或RNA序列。 PCR技术是在DNA聚合酶的作用下,经过模板的变性、退火和引物延伸三种循环,将引物引导下的特异性靶序列迅速地进行扩增,经过扩增的靶序列(一般能扩增106倍),很容易在凝胶电泳或Southern印记杂交中显示出来,因此,PCR技术具有灵敏度高,特异性强的优势,随着热循环自动化的提高与稳定也使得PCR技术的操作简便易行。但是,PCR技术是在液相中进行的,在扩增前,需将细胞破坏,从中提取核酸作为模板,因此很难将PCR的结果与组织细胞的形态结构联系起来,同时,也很难判断含特异性靶序列的细胞类型。 原位PCR技术成功地将PCR技术和原位杂交技术结合起来,保持了两项技术的优势又弥补了各自的不足。原位PCR技术的待检标本一般先经化学固定,以保持组织细胞的良好形态结构。细胞膜和核膜均具有一定的通透性,当进行PCR扩增时,各种成分,如引物,DNA聚合酶,核苷酸等均可进入细胞内或细胞核内,以固定在细胞内或细胞核内的RNA或DNA为模板,于原位进行扩增。扩增的产物一般分子较大,或互相交织,不易穿过细胞膜或在膜内外弥散,从而被保留在原位。这样原有的细胞内单拷贝或低拷贝的特定DNA或RNA序列在原位以呈指数极扩增,扩增的产物就很容易被原位杂交技术检查。 基本类型 根据在扩增反应中所用的三磷酸核苷原料或引物是否标记,原位PCR技术可分为直接法和间接法两大类,此外,还有反转录原位PCR技术等。 直接法原位PCR技术 直接法原位PCR技术是将扩增的产物直接携带标记分子,即使用标记的三磷酸腺苷或引物片断。当标本进行PCR扩增时,标记的分子就掺入到扩增的产物中,显示标记物,就能将特定的DNA或RNA在标本(原位)中显现出来。 常用的标记物有放射性同位素35S,生物素和地高辛,用放射性自显影的方法或用亲和组织化学及免疫组织化学的方法去显示标记物所在位置。 直接法原位PCR技术的优点是操作简便,流程短,省时。缺点是特异性较差,易出现假阳性,扩增效率也较低,特别是在石蜡切片上,上述缺点更为突出。因为在制片过程中,无论是固定,脱水还是包埋,都会导致DNA的损害,而受损的DNA可利用反应体系中的标记三磷酸核苷进行修复,这样标记物就会掺入到DNA的非靶序列中,造成假阳性。若用标记引物的方法进行直接法原位PCR,其扩增的效率比不标记更低。 间接法原位PCR技术 间接法原位PCR技术师现在细胞内进行特定DNA或RNA扩增,再用标记的探针进行原位杂交,明显提高了特异性,是目前应用最为广泛的原位PCR技术。 间接法原位PCR与直接法不同的是,反应体系与常规PCR相同,所用的引物或三磷酸腺苷均不带任何标记物。即实现先扩增的目的,然后用原位杂交技术去检测细胞内已扩增的特定的DNA产物,因此,实际上是将PCR技术和原位杂交技术结合起来的一种新技术,故又称之为PCR原位杂交(PCR in situ hybridization , PISH)。 间接法PCR技术的优点是特异性较高,扩增效率也较高。缺点是操作步骤较直接法繁琐。 原位反转录PCR技术。

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