天然产物活性组分的糖基化修饰研究进展_郑翠

第20卷第1期2012年3月

纤维素科学与技术

Journal of Cellulose Science and Technology

V ol. 20 No. 1

Mar. 2012

文章编号：1004-8405(2012)01-0062-10

天然产物活性组分的糖基化修饰研究进展

郑翠1，李琳1，庞浩2，王兆梅1*

（1. 华南理工大学轻工与食品学院，广东广州 510640；

2. 中国科学院广州化学研究所纤维素化学重点实验室，广东广州 510650）

摘要：天然产物广泛存在于自然界中，其数量种类繁多且结构复杂多样，具有许

多生理与药理活性。糖基化修饰能增加天然产物结构和功能的多样性，已成为当今

新药开发的研究热点。文章归纳了不同结构类型的天然产物糖基化修饰的国内外研

究现状与特点，并从糖的连接位置、数量及种类等方面描述糖基化修饰对天然产物

水溶性、药理活性和生物利用率等方面的影响，为天然产物糖基化的开发与应用提

供参考。

关键词：天然产物；糖基化；生物转化；活性组分

中图分类号：O629 文献标识码：A

天然产物广泛存在于自然界中，其数量种类繁多且结构复杂多样，许多天然产物活性成分现在已经作为治疗各类疾病的药物，还有一些作为潜在的药物，具有抗炎抑菌、抗病毒、抗氧化、抗肿瘤、抗辐射和免疫调节等诸多活性，已成为国内外天然药物开发利用研究的热点。由于其中一部分水溶性或稳定性不好或毒副作用太强，影响了它们的应用，因此对这些化合物进行结构改造是非常必要的。目前国内外对天然产物进行分子修饰主要是以提高其在水相中的溶解性为目的，而对其水溶性改性所涉及的反应主要是糖基化。糖基化反应可以使许多外源化合物的理化性质与生物活性发生较大的变化，例如将不溶于水的化合物转变为水溶性化合物。近年来开展的采用植物细胞、微生物和游离酶对天然产物的糖苷化反应的生物转化研究已取得可喜的进展，本文对天然产物糖基化修饰的生物转化现状与特点作较全面的综述。

1 黄酮类化合物的糖基化修饰

黄酮类化合物是多种药用植物的有效成分，以游离态或与糖结合为苷的形式广泛存在于自然界中，由于大多数黄酮苷元及部分黄酮苷类在水相中溶解度低，限制了其制剂的开发，同时复杂的结构也给利用化学合成方法进行结构修饰带来了巨大挑战。以来源于自然界的植物细胞、微生物和游离酶对黄酮类化合物进行糖基化修饰，可在糖基连接位置、糖基种类以

收稿日期：2011-12-02

基金项目：国家自然科学基金资助项目（31071505）；中国科学院纤维素化学重点实验室课题（LCLC-2010-06）。作者简介：郑翠（1988~），女，制糖工程专业硕士研究生。

?通讯作者：王兆梅，女，副教授，博士。wangzm@https://www.360docs.net/doc/8112835982.html,

及糖基数目等方面实现定向转化，因此目前对黄酮类化合物进行分子修饰主要是以糖基化反应来改善其水溶性[1]。

黄酮类化合物主要是指基本母核为2-苯基色原酮类化合物，目前泛指两个具有酚羟基的芳香环（A环和B环）通过中央三碳链相互作用连接而成的一系列化合物，一般黄酮类化合物主要是以六元C环的氧化状况和B环所连接的位置不同为依据进行分类[2]，可以分为黄酮及黄酮醇类，如木犀草素、槲皮素；黄酮及异黄酮醇类，如葛根素、大豆素；二氢黄酮及二氢黄酮醇类，如水飞蓟素、橙皮苷；黄烷醇类如儿茶素；其他黄酮类，如银杏素等。黄酮类化合物因结构不同，表现出来的生物活性差异很大，研究表明：黄酮类化合物分子中心的α、β不饱和吡喃酮是其具有各种生物活性的关键，C7位羟基糖苷化和C2、C3位双键氢化则会引起黄酮类化合物的生物活性降低，而A、B、C三环的各种取代基则决定了其特定的药理活性[3]，从而决定了其不同的生物活性。

1.1 黄酮及黄酮醇类

据报道木犀草素可被多种糖基转移酶及糖苷酶进行糖基化反应，糖基化位置分别是木犀草素3’、4’和7位羟基。Kim等[4]以来源于野生黄单胞菌的糖基转移酶对木犀草素进行糖基化反应，糖基化位置在木犀草素3’位羟基，得到木樨草素-3’-β-D-吡喃葡萄糖苷。Ko等[5]以来源于蜡状芽孢杆菌的糖基转移酶对木犀草素进行糖基化反应，糖基化位置在木犀草素4’位及7位羟基，分别得到木樨草素-4’-O-葡萄糖苷和木樨草素-7-O-葡萄糖苷。同时该糖基转移酶可对芹菜素的4’位及7位羟基进行糖基转移，分别得到芹菜素-4’-O-葡萄糖苷和芹菜素-7-O-葡萄糖苷。Huang等[6]以来源于原玻璃蝇节杆菌的内-β-N-乙酰氨基葡糖苷酶对木犀草素-3’,7-二-O-葡糖苷进行糖基化反应，糖基化位置在木犀草素-3’,7-二-O-葡糖苷上的两个葡萄糖基的4位羟基。

已报道槲皮素可被多种糖基转移酶及微生物细胞进行糖基化反应，糖基化位置分别是槲皮素3、7、3’和4’位羟基。Ko等[5]以来源于蜡状芽孢杆菌的糖基转移酶对槲皮素进行糖基化反应，糖基化位置在槲皮素3位及7位羟基，分别得到槲皮素-3-O-葡萄糖苷和槲皮素-7-O-葡萄糖苷。Lim等[7]以来源于拟南芥的7种尿苷二磷酸葡萄糖糖基转移酶对槲皮素进行糖基化反应，糖基化位置分别在槲皮素的3、7、3’和4’位羟基，得到6种不同的糖基化产物，各种槲皮素糖苷的转化率在0.8%～41%之间，槲皮素糖苷的产率为0.19～10.9 μg/mL。Hye 等[8]以蔗糖合成酶与糖基转移酶的融合蛋白对槲皮素进行糖基化反应，得到槲皮素-7,3’-二-O-葡萄糖苷。Rao等[9]以蜡状芽孢杆菌对槲皮素进行糖基化反应，得到槲皮素-3-O-葡萄糖苷，转化率为20%。

Ibrahim等[10]以雅致小克银汉霉对5,3’-二羟基-6,7,2’,4’,5’-五甲氧基黄酮及5,3’-二羟基-7,2’,4’,5’-四甲氧基黄酮进行糖基化反应，糖基化位置在3’位羟基，分别获得其糖基化产物，转化率为22.2%和19.4%。Ko等[5]以来源于蜡状芽孢杆菌的糖基转移酶对山柰黄素进行糖基化反应，糖基化位置在山柰黄素3位及7位羟基，分别得到山柰黄素-7-O-葡萄糖苷和山柰黄素-3-O-葡萄糖苷。

1.2 异黄酮及异黄酮醇类

已报道大豆苷可被3种酶进行糖基化修饰，糖基化位置是大豆苷的4”位羟基。Li等[11]

64 纤维素科学与技术第20卷

以来源于海栖热袍菌的麦芽糖基转移酶对大豆苷进行生物转化，得到4种大豆苷糖苷，其中主要产物大豆苷元7-O-三葡萄糖苷的溶解度是大豆苷的75 000倍。Shimoda等[12]以环糊精葡萄糖转位酶对大豆苷进行生物转化，得到3种大豆苷糖苷。Huang等[6]以来源于原玻璃蝇节杆菌的内-β-N-乙酰氨基葡糖苷酶对大豆苷进行生物转化，得到其糖基化产物转化率为82%。Shimoda等[12]在桉属植物细胞悬浮液中对大豆苷元进行生物转化，在大豆苷元7位羟基进行糖基化修饰，首先得到大豆苷元7-O-β-吡喃葡萄糖苷，再以其为糖基受体，在其葡萄糖基的6位羟基进行糖基化修饰得到大豆苷元7-O-[6-O-(β-吡喃葡萄糖基)]-β-吡喃葡萄糖苷。

已报道葛根素可被3种酶进行糖基化修饰，糖基化位置分别是葛根素的6”位、4”位和7位羟基。Li等[13]以来源于嗜热脂肪芽孢杆菌的麦芽淀粉酶对葛根素进行生物转化，糖基位置是葛根素6”位羟基，得到两种葛根素糖苷，与葛根素相比，葡萄糖基-α-(1,6)-葛根素和麦芽糖基-α-(1,6)-葛根素的水溶性分别增加了14倍和168倍。Huang等[6]以来源于原玻璃蝇节杆菌的内-β-N-乙酰氨基葡糖苷酶对葛根素进行糖基化反应，糖基化位置在葛根素4”位羟基，得到其糖基化产物转化率为60%。Jiang等[14]以氧化微杆菌静息细胞生物转化葛根素，糖基化位置是葛根素7位羟基，得到两种葛根素糖苷，与葛根素相比，两葛根素糖苷的水溶性分别增加了18倍和100倍。Huang等[6]以来源于原玻璃蝇节杆菌的内-β-N-乙酰氨基葡糖苷酶对黄豆黄苷进行糖基化反应，糖基化位置在黄豆黄苷4”位羟基，得到其糖基化产物转化率为56%。

Li等[15]以来源于水管致黑栖热菌的4-α-葡萄糖转位酶或来源于嗜碱性的芽孢杆菌（Bacillussp.I-5）的环糊精葡萄糖转位酶对染料木苷进行生物转化，糖基化位置在染料木苷4”位羟基，得到两种染料木苷糖苷。与染料木苷相比，染料木苷-7-O-单葡萄糖苷水溶性提高了3 700倍，染料木苷-7-O-二葡萄糖苷水溶性提高了44 000倍。Ko等[5]以来源于蜡状芽孢杆菌的糖基转移酶对染料木素进行糖基化反应，糖基化位置在染料木素7位羟基。染料木素的7位或4”位羟基经糖基修饰后具有防止紫外线损伤、抑制黑素瘤细胞的生长、提高生物利用率、降低谷丙转氨酶及提高抗癌活性等作用。

1.3 二氢黄酮及二氢黄酮醇类

水飞蓟素具有保肝的作用，尚未报道植物中存在其糖苷。Kren等[16]以罂粟属的悬浮培养细胞对水飞蓟素A进行糖基化反应，可得到水飞蓟素A-7-O-β-D-吡喃葡萄糖苷，其生物利用率大大提高，有望开发为新的保肝药。Kim等[17]以康宁木霉对水飞蓟素A和水飞蓟素B进行糖基化反应，糖基化位置在水飞蓟素3位和7位羟基。橙皮素有多种药理作用，但其口服后由于低水溶性和低吸收率使它的药理活性开发受到限制。已报道橙皮素可被多种植物细胞糖苷化，如Shimoda等[18]以甘薯植物细胞作为酶的来源，在橙皮素的3’位、7位和5位羟基实现了糖基化修饰，将橙皮素转化为3种橙皮素糖苷。而在桉属植物细胞悬浮液中可将橙皮素转化为6种橙皮素糖苷，其中3种糖苷与在甘薯植物细胞中的相同，另外还得到：橙皮素-3’,-O-β-D-二吡喃葡萄糖苷、橙皮素-7-O-[6-O-(β-D-吡喃葡萄糖基)]-β-D-吡喃葡萄糖苷、橙皮素-7-O-[6-O-(α-L-吡喃鼠李糖基)]-β-D-吡喃葡萄糖苷，总转化率为90%。Ko等[5]以来源于蜡状芽孢杆菌的糖基转移酶对柚皮素进行糖基化反应，糖基化位置在柚皮素4’位及7位羟基，分别得到柚皮素-4’-O-葡萄糖苷和柚皮素-7-O-葡萄苷。Takashi等[19]以来源于嗜碱芽孢杆菌的环糊精葡聚糖转移酶对橙皮苷进行糖基化反应，得到4G-α-D-吡喃葡萄糖基

橙皮苷。

1.4 黄烷醇类

儿茶素是茶叶的重要成分，具有防治心血管疾病、预防癌症等多种功能。(+)-儿茶素可被多种酶及微生物进行糖基化修饰，糖基化位置分别是儿茶素的3’位、4’位、5位和7位羟基。Funayama等[20]以环糊精葡萄糖转位酶对儿茶素进行生物转化，得到(+)-儿茶素3’-O-α-D-葡萄糖苷。Kitao等[21]以来源于肠膜明串珠菌的蔗糖磷酸化酶对儿茶素进行生物转化，得到(+)-儿茶素3’-O-α-D-葡萄糖苷。Meulenbeld等[22]以来源于变形链球菌的葡萄糖基转移酶对儿茶素进行生物转化，糖基化位置分别是儿茶素的7位和4’位羟基，得到3种儿茶素糖苷。Noguchi等[23]以重组葡萄糖基转移酶对儿茶素进行生物转化，糖基位置是儿茶素的4’位羟基，得到(+)-儿茶素4’-O-β-D-吡喃葡萄糖苷。Sato等[24]以野油菜黄单胞菌对儿茶素进行生物转化，得到(+)-儿茶素3’-O-α-D-葡萄糖苷，与(+)-儿茶素相比，(+)-儿茶素3’-O-α-D-葡萄糖苷在纯水中的溶解度提高了约100倍。

1.5 糖基化修饰对黄酮类化合物生物活性的影响

抗氧化作用是黄酮类化合物一直备受关注的一种广泛的药理活性。黄酮类化合物具有不同的抗氧化活性以及它们对自由基清除作用的强弱主要与其结构有关，如酚羟基的取代位置及数目，羟基成苷等。糖苷的形成必然涉及酚羟基的取代及羟基成苷，进而产生对抗氧化活性的影响。就目前已报道的资料中，发现天然黄酮类化合物糖苷化后，酚羟基取代位置及羟基成苷对其抗氧化活性并没有产生不利影响。Chung等[25]以水溶性葛根素糖苷化产物在HepG2细胞与C57BL/6J小鼠中的药理实验表明：水溶性葛根素糖苷化产物保持了与葛根素相同的抗氧化活性及降低低密度脂蛋白氧化作用的药效。Jiang等[14]以7-O-葡萄糖苷葛根素（葛根素7位氧糖苷）进行的体外药物代谢动力学实验表明：7-O-葡萄糖苷葛根素与葛根素相比表现出更好的药物代谢动力学性能，7-O-葡萄糖苷葛根素的血浆半衰期（t1/2）和平均滞留时间（MRT）分别是葛根素的2倍和2.8倍，该性能有可能增加7-O-葡萄糖苷葛根素的生物利用度。Chung等[26]发现染料木苷糖苷化后（染料木苷4”位氧糖苷），其抗氧化活性与染料木苷相似。在低浓度下染料木苷糖苷的清除自由基活性略低于染料木苷，但在高浓度下由于染料木苷的低水溶性，染料木苷糖苷清除自由基活性显著提高。Kosina等[27]研究了4种水飞蓟素糖基化产物的抗氧化活性与清除自由基作用，实验结果表明在大鼠叔丁基化过氧氢损伤的红细胞和原代肝细胞模型中，4种水飞蓟素糖基化产物比水飞蓟素有更好的细胞保护作用。

除抗氧化活性外，黄酮类糖苷的生物利用度也有所提高，如Ruefer等[28]通过口腔给药，发现大豆苷比大豆苷元具有更好的生物利用度。另外还发现在与DNA结合方面，黄酮类糖苷比其苷元作用更强，如李华等[29]通过比较染料木素及其葡萄糖苷与小牛胸腺DNA之间的结合的作用，发现染料木素葡萄糖苷大于染料木素，而以DNA为靶标的抗癌药物的活性主要取决于抗癌药物与DNA的结合方式及它们之间相互作用能力的强弱，故染料木素的7位或4’位葡萄糖基化修饰有望作为抗癌活性候选物，值得进一步深入研究。

2 维生素类化合物的糖基化修饰

维生素B1和它的一、二、三磷酸盐广泛存在于自然界，特别是作为脱羧酶、转羟乙醛

66 纤维素科学与技术第20卷

酶、转酮醇酶、羰基裂解酶等的组成部分的二磷酸盐。大多数维生素B1的衍生物是人工合成的，Suzuki等[30]于1994年首次用曲霉蛋白酶对维生素B1进行生物转化，得到维生素B1-β-D-半乳糖。该实验室分别由糊精和维生素B1在嗜热脂肪芽孢杆菌环状糊精葡萄糖基转移酶和根霉葡糖淀粉酶的作用下，以及由β-硝基苯基-D-2-脱氧-2-乙酰-吡喃葡萄糖和维生素B1在曲霉蛋白酶β-N-乙酰己醣胺的作用下合成了维生素B1的第二和第三种糖基化产物（维生素B1-α-D-吡喃葡萄糖和维生素B1-β-D-2-脱氧-2-乙酰-吡喃葡萄糖）。维生素B1的糖基化产物，尤其是维生素B1-α-葡萄糖苷，可以作为一种食品添加剂、化妆品添加剂或应用于制药。

维生素B6是一种水溶性维生素，但其遇光或碱易破坏，不耐高温，因此有必要对其进行化学修饰，据报道维生素B6可被多种微生物及游离酶糖基化。Suzuki等[30]以来源于毛霉菌、爪哇镰菌素的α-葡糖苷酶结晶和从猪肝中提取的α-葡糖苷酶对维生素B6进行糖基化反应，得到PN-5’-α-葡糖苷和PN-4’-α-葡糖苷，同样，糊精和维生素B6的混合物在嗜热脂肪芽孢杆菌环状糊精葡萄糖基转移酶和根霉葡糖淀粉酶的作用下连续反应也能够得到大量该两种PN-α-葡糖苷。以含有乳糖的掷孢酵母菌培养基对维生素B6进行生物转化，得到PN-5’-β-半乳糖苷、PN-4’-β-半乳糖苷和PN-β-半乳糖二糖苷[4’-O-(β-D-吡喃半乳糖-(1→4)- β-D-吡喃半乳糖)维生素B6]；以含有蔗糖的黑曲霉菌培养基对维生素B6进行生物转化，得到PN-5’-β-D-呋喃果糖苷和5’-O-[β-D-呋喃果糖苷-(2→1)-β-D-呋喃果糖苷]。维生素B6在植物中主要以PN和葡萄糖以共轭的形式存在。最近，已经可以通过一种新型细胞茄黄萎病菌，由糊精和PN合成含量为85%的PN-5’-α-葡糖苷。动物实验证明PN-5’-β-葡糖苷拥有和维生素B6几乎相同的生物活性。PN-5’-β-葡糖苷用于治疗缺乏B6的老鼠，其生物利用率是维生素B6的10%～34%。PN-α-葡糖苷是一种具有类似PN功能的B6衍生物，而且比PN有更强的抗光、抗热性，PN-5’-α-葡糖苷比PN-4’-α-葡糖苷更易被肝细胞水解为PN，PN-5’-α-葡糖苷是一种效果极好的B6衍生物，可以制成食品添加剂、化妆品添加剂和类B6的药品，代替维生素B6盐酸盐。

芸香素存在于许多植物中，是橡黄素所有糖基化产物中分布最广的一种。曾有人建议把芸香素归类为维生素，作为拟维生素P的一种。芸香素转糖基化反应以水－甲醇为媒介，糊精和芸香素混合物在嗜热脂肪芽孢杆菌环状糊精葡萄糖基转移酶作用下迅速反应，而且在根霉的共同作用下能得到大量的4G-α-D-葡萄吡喃糖-芸香素。α-葡糖基芸香素在25℃的水中的溶解度是芸香素在相同条件下的溶解度的30×103倍。现今，O-α-葡糖基芸香素在市场上成为一种食品添加剂和化妆品添加剂。

3 甾体类化合物的糖基化修饰

洋地黄毒苷元糖基化后其药理活性更强，副作用更小。Kawaguchi等[31]用夹竹桃科的旋花羊角拗Strophanthus gratus (Wall. et Hook. ex Benth.) Baill.和S. amboensis DC.混合悬浮细胞培养，将洋地黄毒苷元同时羟化和糖基化，生成洋地黄毒苷的异构体17-β-H-杠柳苷元-β-D-葡萄糖洋地黄毒苷。华蟾毒精是蟾蜍中的主要蟾蜍甾烯类成分。体外实验表明，它们对多种肿瘤细胞株均具有较强的抑制作用。叶敏等[32]利用长春花植物细胞悬浮培养对华蟾蜍精进行生物转化，研究表明，长春花细胞体系对华蟾蜍精具有很强的转化能力，可以选择性地对

华蟾蜍精C-16位进行糖基化修饰，经过6天长春花细胞培养的底物几乎全部发生转化。

在高丽人参和其它人参属植物中发现大量的人参皂苷类，而这些化合物的药理学和生理学活性常由支链的种类和连接位置决定。由糊精和四种人参皂苷类，Rb1，Rc，Re，和Rg1在嗜热脂肪芽孢杆菌环状糊精葡萄糖基转移酶作用下连续反应，发现了十种新的O-α-葡糖基人参皂苷类[30]。在其中七种新产物中，两种是人参皂苷Rb1-α-糖苷，两种是人参皂苷Rc-α-糖苷，一种是人参皂苷Re-α-糖苷，还有两种是人参皂苷Rg1-α-糖苷，这些O-α-葡糖基人参皂苷类的苦味比人参皂苷类弱。同样，人参皂苷Re两种新的β-木糖基衍生物分别由β-硝基苯基-β-D-吡喃木糖苷和人参皂苷类在25%丙酮中在绿色木霉素中得到的天然纤维质酵素作用下合成，由苯基β-D-吡喃木糖苷和人参皂苷Re在乙腈中在曲霉蛋白酶中得到的天然β-半乳糖苷酶作用下合成。

4 核苷类化合物的糖基化修饰

Suzuki等[30]以黑曲霉菌中的α-葡糖苷酶对腺苷进行生物转化，得到O-葡糖基-核苷，5’-O-(α-D-吡喃葡糖苷)腺苷。他们发现利用含有乳糖和阿糖胞苷的单一掷孢酵母菌培养基可以有选择性地大量生产1-β-D-吡喃阿糖胶-胞嘧啶（阿糖胞苷）、{3’-O-(β-D-吡喃葡糖苷)-阿糖胞苷和3’-O-[β-D-吡喃葡糖苷-(1→4)-β-D-吡喃葡糖苷]-阿糖胞苷}，这是一种重要的抗癌药物的两种新衍生物。还有，以乳糖和这些核苷作为媒介，利用酵母菌能合成大量3’-O-半乳糖-腺苷、3’-O-半乳糖-次黄（嘌呤核）苷和3’-O-半乳糖-5-溴尿苷。同样，当单一掷孢酵母菌在乳糖媒介中培养，蔗糖作为受体，能够产出大量4G-β-D-吡喃半乳糖-蔗糖。

5 其它

大黄酸具有保肝、抗肝脏纤维化、防治糖尿病和肾病及抗肿瘤等作用，具有潜在临床药用价值。但是大黄酸不溶于水，在一定程度上限制了其药效的发挥和临床应用。利用白僵菌对大黄酸进行生物转化，获得了水溶性较好的3-羟甲基-β-D-葡萄糖-芦荟大黄素醇苷[33]。丁酸具有体外抑制肿瘤生长和诱导肿瘤细胞分化的作用，但是其在哺乳动物体系中半衰期很短，Kamel等[34]应用悬浮培养的灰叶烟草细胞糖苷化丁酸得到丁酰葡糖，增加了其在体内的半衰期，有望开发为抗癌新药。水杨酸糖基化为水杨酸氧苷后，小鼠口服给药作用更快更强且长期给药不会诱导胃癌。

香豆素是一类很重要的植物次级代谢产物，但大部分香豆素缺乏天然糖苷，水溶性差。在人参根培养液中，7-羟基香豆素在糖基转移酶的作用下可转化成糖苷。Hirata等[35]利用烟草植物细胞悬浮培养将羟基香豆素转化为相应的β-D-葡萄糖苷。大麻酚、大麻二酚和大麻二醇酸的生理活性强，但难以化学合成，水溶性和稳定性差，通过悬浮培养的半夏细胞使其糖基化，可得到药用价值更大的化合物。红景天苷具有抗缺氧、抗寒冷、抗疲劳、抗微波辐射等功能，而且具有延缓机体衰老、防止老年疾病等功效，是一种很有发展前途的药物。红景天苷的来源主要是红景天属植物的地下根茎，但量甚微。Xu等[36]发现在库页红景天细胞中含有的酪醇葡萄糖基转移酶具有很高的酶活性，通过将3 mmol/L的酪醇在库页红景天细胞中培养，几乎95%的珞醇被转化为红景天苷。木脂素类化合物具有广泛的生物活性，如抗肿瘤、抗病毒、抗有丝分裂等。异紫杉脂素是存在于红豆杉中的一类木脂素。从大肠杆菌和

68 纤维素科学与技术第20卷

酵母来源的β-半乳糖苷酶都能对异紫杉脂素进行糖基化修饰[37]，可以极大地提高其水溶性。Vanuden将鬼臼毒素转化为其葡萄糖苷，转化率达到294 mg/(L·d)，已达到化学合成的产量，有希望进行商业化生产。辣椒碱被糖基化后刺激性减小水溶性增强，可以用作调料。崖柏素被糖基化后水溶性、稳定性增强，可用作洗发液防腐剂。通过悬浮培养的小果咖啡细胞糖基化香草醛，既能消除其怪味，又不改变其抗菌、抗突变的作用，使香草醛氧苷有可能成为新的调料和药品。

6 展望

糖基化在天然产物化学中的应用已取得不凡的成就，而且其工业发展潜力非常巨大。来源于自然界的植物细胞、微生物和游离酶对天然产物进行糖基化修饰，可在糖基连接位置，糖基种类以及糖基数目等方面实现定向转化。这为以天然活性成分为先导化合物，通过生物转化方法寻找和开发新药提供了行之有效的途径。但是目前人们对天然产物糖基化的研究还多集中于生物催化的生物、植物细胞及其酶的筛选上，对生物转化的机制、酶的分离及酶的性质研究还不多，生物转化的底物选择性、立体选择性的深入的规律性研究就更少，还很难达到有目的地进行定向转化的应用境地。可喜的是，随着现代分析技术、现代生物技术（尤其是分子生物学与结构生物学）的飞速发展，这些新兴技术已经开始渗透到传统的生物转化研究中来。可以预见，糖基化的研究将是今后生物转化的研究热点与发展趋势；生物转化也将与化学方法更紧密地结合。我们有理由相信，随着研究的深入，生物催化剂的数量和多样性会激增，糖基化将在天然药物研究与开发中发挥更为重要的作用。

参考文献：

[1] 吴薛明, 许婷婷, 储建林, 等. 黄酮类化合物酶法糖基化修饰的研究进展[J]. 中国天然药物, 2010, 8(5):

389-400.

[2] Harbome J B, Williams C A. Advances in flavonoid research since 1992[J]. Phytochemistry, 2000, 55(6):

481-504.

[3] 胡春. 黄酮类化合物的抗氧化性质[J]. 中国油脂, 1996, 21 (4): 18-21.

[4] Kim J H, Kim B G, Kim J A, et al. Glycosylation of flavonoids with E. coli expressing glycosyltransferase

from Xanthomonas campestris[J]. J Microbiol Biotechnol, 2007, 17(3): 539-542.

[5] Ko J H, Kim B G, Ahn J H. Glycosylation of flavonoids with a glycosyltransferase from Bacillus cereus[J].

FEMS Microbiol Lett, 2006, 258(2): 263-268.

[6] Huang W, Ochiai H, Zhang X Y, et al. Introducing N-glycans into natural products through a

chemoenzymatic approach[J]. Carbohyd Res, 2008, 343(17): 2903-2913.

[7] Lim E K, Ashford D A, Hou B K, et al. Arabidopsis glycosyltransferases as biocatalysts in fermentation for

regioselective synthesis of diverse quercetin glucosides[J]. Biotechnol Bioeng, 2004, 87(5): 623-631.

[8] Hye S M, Kim B G, Kim D H, et al. Production of flavonoid O-glucoside using sucrose synthase and

flavonoid O-glucosyltransferase fusion protein[J]. J Microbiol Biotechnol, 2009, 19(7): 709-712.

[9] Rao K V, Weisner N T. Microbial transformation of quercetin by Bacillus cereus[J]. Appl Environ Microbiol,

1981, 42(3): 450-452.

[10] Ibrahim A R, Galal A M, Mossa J S, et al. Glucose conjugstion of the flavones of Psiadia arabica by

Cunninghamella elegans[J]. Phytochemistry, 1997, 46(7): 1193-1195.

[11] Li D, Pake J H, Pake J T, et al. Biotechnological production of highly soluble daidzein glycosides using

Thermotoga maritima Maltosyltransferase[J]. J Agric Food Chem, 2004, 52(9): 2561-2567.

[12] Shimoda K, Sato N, Kobayashi T, et al. Glycosylation of daidzein by the Eucalyptus cell cultures[J].

Phytochemistry, 2008, 69(12): 2303-2306.

[13] Li D, Park S H, Shim J H, et al. In vitro enzymatic modification of puerarin to puerarin glycosides by

maltogenic amylase[J]. Carbohyd Res, 2004, 339(17): 2789-2797.

[14] Jiang J R, Yuan S, Ding J F, et al. Conversion of puerarin into its 7-O-glycoside derivatives by

Microbacterium oxydans (CGMCC 1788) to improve its water solubility and pharmacokinetic properties[J].

Appl Microbiol Biotechnol, 2008, 81(4): 647-657.

[15] Li D, Roh S A, Shim J H, et al. Glycosylation of genistin into soluble inclusion complex form of cyclic

glucans by enzymatic modification[J]. J Agric Food Chem, 2005, 53(16): 6516-6524.

[16] Kren V, Minghetti A, Sedmera P, et al. Glucosylation of silybin by plant cell cultures of Papaver somniferum

var. setigerum[J]. Phytochemistry, 1998, 47(2): 217-220.

[17] Kim H J, Park H S, Lee I S. Microbial transformation of silybin by Trichoderma koningii[J]. Bioorg Med

Chem Lett, 2006, 16(4): 790-793.

[18] Shimoda K, Hamada H, Hamada H. Glycosylation of hesperetin by plant cell cultures[J]. Phytochemistry,

2008, 69(5): 1135-1140.

[19] Takashi K, Yoshinobu T, Takashisa N, et al. Transglycosylation to hesperidin by cyclodextrin

glucanotransferase from an alkalophilic Bacillus species in alkaline pH and properties of hesperidin glycosides[J]. Biosci Biotechnol Biochem, 1994, 58(11): 1990-1994.

[20] Funayama M, Nishino T, Hirota A, et al. Enzymic synthesis of (+) catechin-α-glucoside and its effect on

tyrosinase activity [J]. Biosci Biotechnol Biochem, 1993, 57(10): 1666-1669.

[21] Kitao S, Ariga T, Matsudo T, et al. The syntheses of catechin- glucosides by transglycosylation with

Leuconostoc mesenteroides sucrose phosphorylase[J]. Biosci Biotechnol Biochem, 1993, 57(12): 2010-2015.

[22] Meulenbeld G H, Zuilhof H, Van V A, et al. Enhanced (+)-catechin transglucosylating activity of

Streptococcus mutans GS-5 glucosyltransferase-D due to fructose removal[J]. Appl Environ Microbiol, 1999, 65(9): 4141-4147.

[23] Noguchi A, Sasaki N, Nakao M, et al. cDNA cloning of glycosyltransferases from Chinese wolfberry

(Lycium barbarum L.) fruits and enzymatic synthesis of a catechin glucoside using a recombinant enzyme (UGT73A10)[J]. J Mol Catal B-Enzy, 2008, 55(1-2): 84-92.

[24] Sato T, Nakagawa H, Kurosu J, et al. α-Anomer-selective glucosylation of (+)-catechin by the crude enzyme,

showing glucosyl transfer activity, of Xanthomonas campestris WU- 9701 [J]. J Biosci Bioeng, 2000, 90(6): 625-630.

[25] Chung M J, Sung N J, Park C S, et al. Antioxidative and hypocholesterolemic activities of water-soluble

puerarin glycosides in HepG2 cells and in C57 BL/6J mice [J]. Eur J Pharmacol, 2008, 578(2-3): 159-170. [26] Chung M J, Kang A Y, Lee K M, et al. Water-Soluble genistin glycoside isoflavones up-regulate antioxidant

70 纤维素科学与技术第20卷

metallothionein expression and scavenge free radicals[J]. J Agric Food Chem, 2006, 54(11): 3819-3826. [27] Kosina P, Kren V, Gebhardt R, et al. Antioxidant properties of silybin glycosides[J]. Phytother Res, 2002,

16(2S): 33-39.

[28] Ruefer C E, Bub A, Moeseneder J, et al. Pharmacokinetics of the soybean isoflavone daidzein in its aglycone

and glucoside form: a randomized, double-blind, crossover study[J]. Amer J Clin Nutr, 2008, 87(5): 1314-1323.

[29] 李华, 余燕影, 胡昕, 等. 染料木素及其葡萄糖苷与DNA相互作用的研究[J]. 光谱学与光谱分析, 2008,

28(8): 1905-1909.

[30] Kenichi H, Ko J H, Ko J F, et al. Enzymatic synthesis of mannosyl cyclodextrin by Amanno sidase from Jack

bean[J]. Biosci Biotech Biochem, 1997, 61(5): 825-829.

[31] Kawaguchi K, Koike S, Hirotani M, et al. Biotrans formation of digitoxigen in by cultured strophanthus

hybrid cell[J]. Phyt ochemistry, 1998, 47(7): 1261-1265.

[32] Ye M, Dai J G, Guo H Z, et al. Glucosyl ation of cinobufagin by cultured suspension cells of Catharanthus

roseus[J]. Tetrahed ron Lett, 2002, 43: 8535-8538.

[33] 陆志琳, 殷志琦, 窦洁, 等. 白僵菌对大黄酸的葡萄糖基化作用研究[J]. 中国药科大学学报, 2006,

37(6): 562-564.

[34] Kamel S, Brazier M, Desmet G, et al. Glucosylation of butyric acid by cell suspension culture of Nicotiana

plum bag inifolia[J]. Phytochemistry, 1992, 31: 1581-1583.

[35] Hirata T, Shimoda K, Fujino T, et al. Biotransformati on of hydroxycoumarins by the cultured cells of

Nicotiana tabacum[J]. J Mol Catal B: Enzyma, 2000, 10: 477-481.

[36] Xu J F, Su Z G, Feng P S. Activity of tyrosol gluco syltransferase and improved salidro side production

through biotransfo rmation of tyrosol in Rhodiola sachalinensis cell cultures[J]. J Biotechnol, 1998, 61: 69-73.

[37] 杨亚波, 梁研, 梁敬钰, 等. 异紫杉脂素的酶法糖基化[J]. 中国药科大学学报, 2002, 33(6): 526- 528.

Glycosylation Modification

on the Natural Active Components

ZHENG Cui1, LI Lin1, PANG Hao2, WANG Zhao-mei1*

（1. College of Light Industry and Food Science, South China University of Technology, Guangzhou 510640, China;

2. Key Laboratory of Cellulose and Lignocellulosics Chemistry, Guangzhou Institute of Chemistry,

Chinese Academy of Sciences, Guangzhou 510650, China）

Abstract: Natural products are widely distributed in nature. There are a great number, a large variety of species, complex structure and physiological activities. Glycosylation modification on natural products can increase the diversity of structure and functions. It has been the focus of drug

development. This review summarizes the current situation and characteristics of enzymatic glycosylation of different natural products structures, describes the effects of glycosylation on the water solubility, pharmacological activity and bioavailability of natural products from saccharic link location, amount and type, to provide a reference for the development and application of the glycosylation of natural products.

Key words: natural products; glycosylation; biotransformation; active components

（上接第44页）

Optimization of Steam Explosion Assisted Extraction of Flavonoids from Ginkgo Biloba Leaves

by Response Surface Methodology

ZHANG Bing-bing1, ZENG Guo-ming1, FU Ya1,2, ZHANG Mao-lan1, NING Xin-qiang1（1. Bioengineering College of Chongqing University, Key Laboratory of Biorheological Science and Technology, Ministry of Education, Center of Bioinspired Material Science and Engineering of National “985 Project Program” of China,

Chongqing 400044, China;

2. Chongqing University of Science and Technology, Chongqing 401331, China）

Abstract: In this study, Ginkgo Biloba leaves was pretreated by using the newly steam explosion to improve the yield of extraction of flavonoids. Based on the single factor experiments, the effects of steam explosion pressure, temperature and solid-liquid ratio on Ginkgo Biloba leaves were investigated by response surface methodology. A mathematical model was established and analyzed to describe the relationships between the studied factors and the response of the yield of flavonoids. The optimum pretreatment parameters were as follows: Steam explosion pressure of 0.38 MPa, steam explosion time of 235 s, solid-liquid ratio for 1∶15. Under the optimum conditions, the yield of flavonoids was higher about 2.1 fold than that tradition extraction method. Key words: steam explosion; Ginkgo Biloba leaves; response surface methodology; extraction