大鼠和小鼠的处死方法
大鼠和小鼠的处死方法
1.脊椎脱臼法
右手抓住鼠用力向后拉，同时左手拇指与食指用力向下按住鼠头，将脊髓与脑髓拉断，鼠便立即死亡。
2.断头法
实验者戴上棉绿纱手套，用右手握住大鼠头部，左手握住背部，露出颈部，助手用剪刀在鼠颈部将鼠头剪掉。小鼠处死法相同。
3.击打法
右手抓住鼠尾，提起，用力摔击其头部，鼠痉挛后立即死亡。用小木锤用力击打鼠头部也可致死。
4.急性大失血法
可采用鼠眼眶动脉和静脉急性大量失血方法使鼠立即死亡。
5.化学致死法
吸入一氧化碳，大、小鼠在一氧化碳浓度为0.2-0.5%环境中即可致死。
皮下注射士的年，吸入乙醚、氨仿，均可致死。士的年注射量，小鼠为0.76～2.0mg/kg体重，大鼠3.0-3.5ml/kg体重。氯化钾处死大鼠剂量：25%溶液0.6ml/只静脉注入。
快速处死小鼠的专业方法：这是在动物试验中最常用的也是最使用的处死小鼠的方法，要领是拉的时候必须要快速使劲，才可让小鼠瞬间死亡，如果拉时固定小鼠头部的手指松了有可能造成小鼠转身咬伤手指的事故发生。
脊柱脱臼法：用左手拇指和食指捏住小白鼠头的后部，并用力下压，右手抓住鼠尾，用力向后上方拉，即可使颈椎脱臼，瞬间死亡
动物处死方法：
主要依据动物的种类、动物的大小、取材的手段以及观察的组织结构特点，选用动物处死的方法。
1.麻醉的方法
（1）吸入麻醉法：适用的动物：大鼠、豚鼠等。
麻醉药物：乙醚、三氯甲烷（氯仿）。
（2）注射麻醉法
适宜的动物：大鼠、豚鼠、兔、猫、犬、猴等。
麻醉药物： 4％戊巴比妥、20％氨基甲酸乙酯、1％水合氯醛。按照动物的每公斤体重给予药量。
注射途经：肌肉注射、静脉注射、腹腔注射。
2.空气栓塞方法通过向动物静脉内注射一定量的空气，使其心脏在暂短的时间内发生急性空气栓塞，从而造成机体血液循环障碍，导致动物痉挛而死亡。
适用的动物：家兔、犬等。
注射空气的量视动物大小而不同，家兔：约20～60ml；犬：约80～150ml。
注意：利用空气栓塞方式处死动物虽然迅速方便，但此方法可使动物机体内各脏器或多或少地出现淤血的现象，如心内膜下淤血。
3.断头法动物在极短的时间内死亡，避免处于濒临死亡的痛苦，有利于组织或细胞结构的保存，其次放掉动物的血液可减少了取材过程中不必要的过多出血现象。
适用的动物：小鼠、大鼠、豚鼠、青蛙或蟾蜍等。
4.其它方法
（1）脱臼（断髓）法：适用动物：小鼠
（2）股动脉放血法：适用动物：犬、猴
小鼠断随（脱臼）法的具体操作
1．左手拇指和食指捏住小鼠尾巴根部。
2．右手的拇指和食指从小鼠背部摁住其耳后且固定不动。
3．左手水平向后拉小鼠的尾巴，当手指感应到“线断”的感觉即可。
敲除小鼠常见问题与回答
敲除小鼠常见问题与回答 一、什么是ES细胞显微注射？ 答：胚胎干细胞显微注射是制作基因敲除小鼠的一个最常用的方法。主要过程是将携带目的基因的胚胎干细胞注射到小鼠的囊胚腔中获得嵌合体小鼠。所得嵌合体小鼠的组织，将同时含有来源于囊胚的细胞和胚胎干细胞。嵌合体小鼠必须和野生型小鼠配种以决定遗传改变的生殖系能否传递，这样可能获得转基因或打靶基因（来源于胚胎干细胞）稳定的生殖系传递的小鼠。一般情况下，大约能获得50%继承了目的基因的后代。 二、嵌合体 遗传学上用以指不同遗传性状嵌合或混杂表现的个体。免疫学上的涵义则指一个机体身上有两种或两种以上染色体组成不同的细胞系同时存在,彼此能够耐受,不产生排斥反应,相互间处在嵌合 状态。在基因敲除鼠中指通过向囊胚注射被外源基因转化了的胚胎干细胞，使得发育成为的个体中含有不同基因型的细胞，产生的个体也叫嵌合体，即该生物体中嵌合了两种不同遗传结构的细胞（一种是基因型被改变了的细胞，另一种是原来的基因型的细胞）。 三、条件性敲除的原理？ 答：Cre-LoxP系统是源于P1噬菌体的一个DNA重组体系,由Cre酶和相应的LoxP位点组成,它能导致重组发生在特定的DNA序列处(LoxP位点),该系统可以将外源基因定点整合到染色体上或将特定DNA片段删除。基于Cre-LoxP的基因打靶要分两步来进行。首先要在胚胎干细胞的基因组中引入LoxP序列，这一步可以通过打靶载体的设计和对同源重组子的筛选来实现。下一步通过Cre介导的重组来实现靶基因的遗传修饰或改变。Cre-LoxP系统既可以在细胞水平上用Cre重组酶表达质粒转染中靶细胞，通过识别LoxP位点将抗性标记基因切除，又可以在个体水平上将重组杂合子小鼠与Cre转基因小鼠杂交，筛选子代小鼠就可得到删除外源标记基因的条件性敲除小鼠。 四、如何鉴定和挑选嵌合体？ 答：动物只有部分组织细胞整合有外源基因，则称为嵌合体动物。它的鉴定主要根据毛色去鉴定。注射的ES和囊胚来源不同的小鼠品系。它们的毛色不同。因此可以根据毛色的嵌合率来鉴定和挑选嵌合体。
实验动物的处死方法
实验动物的处死方法 摘要阐述了实验动物的几种常用的处死方法,包括物理方法致死、化学药物致死、特殊实验动物的处死等,并从动物福利角度讨论了这些方法的利弊,以为实验动物的使用提供参考。 关键词实验动物;处死方法;动物福利 安乐死是英文单词Euthanasia的中译,Euthanasia一词来源于古希腊语,意思是美好的死亡、快乐的死亡、无痛苦的死亡。日本学者将Euthanasia翻译为“安乐死”,这一译称为中国学者所接受[1]。实施安乐死一般遵循以下原则:①尽量减少动物的痛苦,尽量避免动物产生惊恐、挣扎、喊叫。②注意实验人员安全,特别是在使用挥发性麻醉剂(乙醚、安氟醚、三氟乙烷)时,一定要远离火源。③方法容易操作。④不能影响动物的实验结果。⑤尽可能缩短致死时间,即安乐死从开始到动物意识消失的时间。⑥判定动物是否被安乐死,不仅要看动物呼吸是否停止,而且要看神经反射、肌肉松弛等状况[2]。 1物理方法致死 1.1急性失血法 此法应用于大鼠和小鼠等小动物时,常是剪断动物的股动脉,放血致死。可以采用摘眼球法,在鼠右侧或左侧眼球根部将眼球摘去,使其大量失血致死。如果是犬、猫或兔等稍大型动物应先使动物麻醉、暴露股三角区或腹腔,再切断股动脉或腹主动脉,迅速放血。动物在3~5 min内即可死亡[3]。采用急性失血法动物十分安静,对动物的脏器无损害,但器官贫血比较明显,若采集组织标本制作病理切片时可用此法。 1.2断头法 此法适用于鼠类等小动物,可用直剪刀,也可用断头器。断头法处死动物时间短,并且脏器含血量少,若需采集新鲜脏器标本可采用此法。断头法会引起血液循环的突然中断和血压的迅速下降并伴随意识的消失,只能用于恒温动物。对于变温脊椎动物不推荐用断头法,因为它们相对能更高的抵制缺氧[4]。 1.3空气栓塞法 当空气注入静脉后,可阻塞其分支,进入心脏冠状动脉可造成冠状动脉阻塞,发生严重的血液循环障碍,动物很快死亡。此法适用于较大动物的处死,家兔、猫用此法需注入20~40 mL空气,犬致死的空气剂量为80~150 mL。由于应用此法后,动物死于急性循环衰竭,所以各脏器淤血十分明显。
小鼠、大鼠采血法介绍
小鼠、大鼠采血法 1.剪尾采血 当所需血量很少时采用本法。固定动物并露出鼠尾。将尾部毛剪去后消毒，然后浸在45℃左右的温水中数分钟，使尾部血管充盈。再将尾擦干，用锐器（刀或剪刀）割去尾尖0.3-0.5cm，让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取，采血结束，伤口消毒并压迫止血。也可在尾部作一横切口，割破尾动脉或静脉，收集血液的方法同上。每鼠一般可采血10余次以上。小鼠每次可取血0.1ml，大鼠0.3～0.5ml。 2.鼠尾刺血法 大鼠用血量不多时（仅做白细胞计数或血红蛋白检查），可采用本法。先将鼠尾用温水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血。用7号或8号注射针头，刺入鼠尾静脉，拔出针头时即有血滴出，一次可采集10～50mm3。如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。 3.眼眶静脉丛采血 采血者的左手拇食两指从背部较紧地握住小鼠或大鼠的颈部（大鼠采血需带上纱手套），应防止动物窒息。当取血时左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，使眶后静脉丛充血。右手持续接7号针头的1ml注射器或长颈（3～4cm）硬质玻璃滴管（毛细管内径0.5-1.0mm），使采血器与鼠面成45℃的夹角，由眼内角刺入，针头斜面先向眼球，刺入后再转180度使斜面对着眼眶后界。刺入浓度，小鼠约2～3mm，大鼠约4～5mm。当感到有阻力时即停止推进，同时，将针退出约0.1-0.5mm，边退边抽。若穿刺适当血液能自然流入毛细管中，当得到所需的血量后，即除去加于颈部的压力，同时，将采血器拔出，以防止术后穿刺孔出血。若技术熟练，用本法短期内可重复采血均无多大困难。左右两眼轮换更好。体重20-25g的小鼠每次可采血0.2-0.3ml；体重200-300g大鼠每次可采血0.5-1.0ml，可适用于某些生物化学项目的检验。 4.断头取血 采血者的左手拇指和食指以背部较紧地握住大（小）鼠的颈部皮肤，并作动物头朝下倾的姿势。右手用剪刀猛剪鼠颈，约1/2-4/5的颈部前剪断，让血自由滴入盛器。小鼠可采用约0.8～1.2ml;大鼠约5-10ml。 5.心脏采血 鼠类的心脏较小，且心率较快，心脏采血比较困难，故少用。活体采血方法与豚鼠相同。若做开胸一次死亡采血，先将动物作深麻醉，打开胸腔，暴露心脏，用针头刺入右心室，吸取血液。小鼠约0.5-0.6ml；大鼠约0.8-1.2ml。 6.颈动静脉采血 先将动物仰位固定，切开颈部皮肤，分离皮下结缔组织，使颈静脉充分暴露，可用注射器吸出血液。在气管两侧分离出颈动脉，离心端结扎，向心端剪口将血滴入试管内。 7.腹主动脉采血
实验大鼠取材方案
实验大鼠取材方案 [取材内容] 1.取大鼠静脉血，分离血浆、血清，-80℃保存。 2.取大鼠门静脉血，分离血清，-80℃保存。 3.取大鼠甲状腺组织，制备甲状腺电镜观察标本，其余组织液氮冰冻保存备用。 4.取大鼠胸腺组织，制备胸腺组织电镜观察标本、免疫组化观察标本，其余组织液氮冰冻 保存备用。 5.取大鼠肺组织，制备肺组织电镜观察标本、免疫组化观察标本，其余组织分装液氮冰冻 保存备用。 6.取大鼠肝脏组织，制备肝脏组织电镜观察标本、免疫组化观察标本，其余组织分装液氮 冰冻保存备用。 7.取大鼠胰腺组织，制备胰腺组织电镜观察标本、免疫组化观察标本，其余组织分装液氮 冰冻保存备用。 8.取大鼠肠系膜淋巴结组织，制备肠系膜淋巴结免疫组化观察标本，其余组织液氮冰冻保 存。 9.取大鼠胃部组织，制备胃粘膜组织电镜观察标本、免疫组化观察标本，其余组织分装液 氮冰冻保存备用。 10.取大鼠空肠组织，制备肠道粘膜组织电镜观察标本、免疫组化观察标本，其余组织分装 液氮冰冻保存备用。 11.取大鼠回肠组织，制备肠道粘膜组织电镜观察标本、免疫组化观察标本，其余组织分装 液氮冰冻保存备用。 12.取大鼠肾组织，制备左肾组织电镜观察标本、免疫组化观察标本，右肾组织液氮冰冻保 存备用。 13.取大鼠肾上腺组织，左侧制备肾上腺组织免疫组化观察标本，右侧肾上腺液氮冰冻保存 备用。 14.取大鼠睾丸组织，左侧制备电镜观察标本、免疫组化观察标本，右侧睾丸液氮冰冻保存 备有。 [试剂及药品] 戊巴比妥钠或10%水合氯醛、75%酒精、生理盐水、多聚甲醛或福尔马林液、3％戊二醛磷酸盐缓冲液(PBS0.01mol/LP pH7.4)或4％戊二醛、肝素钠、器械液（器械清洗消毒液） [器材] 备皮刀、解剖台、弯盘、组织剪、眼科剪、手术刀柄、刀片、小号弯式血管钳、蚊式血管钳、眼科镊、无损伤血管夹、聚乙烯管、三通管、丝线、培养皿、天平、一次性离心管（5ml、
课件医实动学实验(大鼠、小鼠)
实验三大、小鼠的基本操作技术 [实验目的]：通过大鼠、小鼠的抓取固定、性别辨认、灌胃、注射、采血、麻醉、标记、安乐死、动物剖检、脏器摘除与检查等实际操作，掌握大、小鼠动物实验的基本操作技术。 [实验动物]：大鼠、小鼠 [材料与器材]：大、小鼠饲养盒（带面罩）、大鼠和小鼠手术固定台，常规手术器械、大鼠灌胃针、小鼠灌胃针、lml注射器、5ml注射器、l0ml注射器、烧杯、75％酒精及酒精棉，干棉球。生理盐水、20％乌拉坦溶液（或3％戊巴比妥钠）、乙醚、新洁尔灭、3—5％苦味酸溶液、0.5％中性红或品红溶液、 [实验内容]： 一、实验动物标记编号的方法一染色法 （一）被毛染色法 1、单色涂染法；（3—5％苦味酸溶液，可染成黄色）。 2、双色涂染法：苦味酸（黄色）—为个位数；品红（红色）—为十位数．（二）耳缘打孔法：适于做长期实验用。、 （三）刺数钳烙印法：适用于长期或慢性实验的大动物编号。 （四）号牌法：用于大动物实验。 二、实验动物被毛的去除方法 （一）剪毛法；（二）拔毛法；（三）剃毛法；（四）脱毛法； 三、大鼠、小鼠性别的鉴定 方法步骤： 1、将动物抓取后，腹部朝上，观察肛门与生殖器之间的距离，距离近的为雌性，距离远的为雄性， 2、成年雌性大小鼠有12个乳头。 3、天热时或性成熟后，雄性动物的睾丸一般会从腹腔降至阴囊内，此时易于区别。 四、大鼠、小鼠的抓取和固定 （一）小鼠的抓取固定： [实验器材]：小鼠饲养盒(带面罩)1套，小鼠防护手套若干。 [方法步骤]： 1、用右手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部将小鼠提起，放在饲养盒面罩上。
2、用左手拇指和食指迅速、准确地捏住小鼠的两耳后、颈背部的皮肤，将 小鼠提起。 3、翻转左手掌，以左手掌心和中指夹小鼠背部的皮肤，使小鼠整个呈一条 直线。 4、用左手无名指压住小鼠背部的皮肤，小指压住小鼠的尾巴根部。 5、松开捏住小鼠尾巴的右手拇指和食指。 [注意事项]： 1、在抓取动物时，禁止对动物采取突然、粗暴的方法。 2、抓取时注意，过分用力，会使动物窒息或颈椎脱臼，用力过小，动物头 部能反转过来咬伤实验者的手，必须熟练掌握。 （二）大鼠的抓取固定： 大鼠抓取固定的方法有徒手固定、固定板固定、固定器固定、卵圆钳固定和使用立体定位仪进行头部固定等方法。徒手固定法常用于体重小的大鼠灌胃、腹腔注射、肌肉注射和皮下注射等操作。需尾静脉取血时，将大鼠固定在特定的固定器中固定。在进行外科手术或解剖时，须用固定板固定。徒手固定的方法如下：[实验器材]：大鼠饲养盒和面罩1套，大鼠防护手套（帆布或硬皮质手套）。 [方法步骤]： (1) 首先戴好防护手套。 (2) 用右手拇指和食指抓住大鼠尾巴中部将大鼠提起，放在大鼠饲养盒的 面罩上，轻轻向后拉尾。 (3) 左手迅速顺势按、卡在大鼠躯干背部，稍加压力向头颈部滑行。 (4) 以左手拇指和食指捏住大鼠两耳后部的头颈部皮肤，其余3指和手掌 握住大鼠背部皮肤，置于掌心，完成抓取固定。 (5) 较大体形的大鼠用单手不容易固定，可用右手固定其后肢和尾部，请 助手协助进行实验操作。 {注意事项}： (1)大鼠牙齿尖锐，性情较烈，在抓取时一定要特别注意，初学者应戴上防 护手套以防咬伤。 (2)抓取时，注意不能捉提大鼠尾尖，因为尾尖易于拉脱，也不能让大鼠悬 在空中时间过长，否则会激怒大鼠翻转咬人。 五、大、小鼠的给药方法： (一) 小鼠经口灌胃给药 原理：将药液直接注入小鼠的胃内。 器材：小鼠灌胃针1支、注射器1支、小鼠饲养盒(带面罩)1套、生理盐水、烧杯。 方法步骤： 1、将灌胃针连接在注射器上，吸入一定量的药液。 2、操作前，大致测量从口腔到胃的距离，估计出灌胃针头插入的深度。 3、左手固定小鼠，使小鼠头部向上。 3、右手将灌胃针从小鼠口角处进针放进小鼠口咽部，顺咽后壁轻轻往下推，灌胃针会顺着食管滑入小鼠的胃内，灌胃针插入约2—3cm。 4、用右手食指将针栓慢慢往下压，将注射器中的药液灌入小鼠的胃中。
(完整word版)大鼠和小鼠的处死方法
大鼠和小鼠的处死方法 1.脊椎脱臼法 右手抓住鼠用力向后拉，同时左手拇指与食指用力向下按住鼠头，将脊髓与脑髓拉断，鼠便立即死亡。 2.断头法 实验者戴上棉绿纱手套，用右手握住大鼠头部，左手握住背部，露出颈部，助手用剪刀在鼠颈部将鼠头剪掉。小鼠处死法相同。 3.击打法 右手抓住鼠尾，提起，用力摔击其头部，鼠痉挛后立即死亡。用小木锤用力击打鼠头部也可致死。 4.急性大失血法 可采用鼠眼眶动脉和静脉急性大量失血方法使鼠立即死亡。 5.化学致死法 吸入一氧化碳，大、小鼠在一氧化碳浓度为0.2-0.5%环境中即可致死。 皮下注射士的年，吸入乙醚、氨仿，均可致死。士的年注射量，小鼠为0.76～2.0mg/kg体重，大鼠3.0-3.5ml/kg体重。氯化钾处死大鼠剂量：25%溶液0.6ml/只静脉注入。 快速处死小鼠的专业方法：这是在动物试验中最常用的也是最使用的处死小鼠的方法，要领是拉的时候必须要快速使劲，才可让小鼠瞬间死亡，如果拉时固定小鼠头部的手指松了有可能造成小鼠转身咬伤手指的事故发生。 脊柱脱臼法：用左手拇指和食指捏住小白鼠头的后部，并用力下压，右手抓住鼠尾，用力向后上方拉，即可使颈椎脱臼，瞬间死亡
动物处死方法： 主要依据动物的种类、动物的大小、取材的手段以及观察的组织结构特点，选用动物处死的方法。 1.麻醉的方法 （1）吸入麻醉法：适用的动物：大鼠、豚鼠等。 麻醉药物：乙醚、三氯甲烷（氯仿）。 （2）注射麻醉法 适宜的动物：大鼠、豚鼠、兔、猫、犬、猴等。 麻醉药物： 4％戊巴比妥、20％氨基甲酸乙酯、1％水合氯醛。按照动物的每公斤体重给予药量。 注射途经：肌肉注射、静脉注射、腹腔注射。 2.空气栓塞方法通过向动物静脉内注射一定量的空气，使其心脏在暂短的时间内发生急性空气栓塞，从而造成机体血液循环障碍，导致动物痉挛而死亡。 适用的动物：家兔、犬等。 注射空气的量视动物大小而不同，家兔：约20～60ml；犬：约80～150ml。 注意：利用空气栓塞方式处死动物虽然迅速方便，但此方法可使动物机体内各脏器或多或少地出现淤血的现象，如心内膜下淤血。 3.断头法动物在极短的时间内死亡，避免处于濒临死亡的痛苦，有利于组织或细胞结构的保存，其次放掉动物的血液可减少了取材过程中不必要的过多出血现象。 适用的动物：小鼠、大鼠、豚鼠、青蛙或蟾蜍等。 4.其它方法 （1）脱臼（断髓）法：适用动物：小鼠 （2）股动脉放血法：适用动物：犬、猴 小鼠断随（脱臼）法的具体操作
大鼠取材方案
实验大鼠取材方案 ［取材内容］ 1. 取大歸脉血分离血衆血清-80 C保存。 2. 取大鼠门静脉血分离血清-80 C保存。 3. 取大鼠甲状腺组织.制备甲状腺电镜观察标本其余组织液氮冰冻保存备用〃 4. 取大鼠胸腺组织制备胸腺组织电镜观察标本、免疫组化孵标本其余组织液氮冰冻保存备用。 5. 取大鼠肺组织制备肺组织电镜观察标本，免疫组化观察标本其余组织分装液氮冰搽 保存备用。 6. 取大鼠肝脏组级制备肝脏组织电镜观察标本、免疫组化观察标本其余组织分装液氮冰冻保存备用。 7. 取大鼠觴组级制备康腺组织电镜观察标芯免疫组化观察标本其余组织分装液氮 冰冻保存备用。 8. 取大鼠肠系膜淋巴结组织制备肠系膜淋巴结免疫组化观察标本其余组织液氮冰冻保存。 9. 取鳩胃部组级制备胃粘膜组织电飙察标本免疫组化观察标本其余组织分装液氮冰冻保存备用。 10. 取大鼠空肠组级制备肠道粘膜组级电镜观察标本■免疫组化观集标本其余组级分装
液氮冰冻保存备用。 11. 取大鼠回肠组织制备肠道粘膜组织电镜观舉标技免疫组化观察标本其余组 织分装 液氮冰冻保存备用。 12. 取大關组织制备左肾组级电镜观察标本、免疫组化观察标本右肾组织液氮 冰探保 存备用。 13. 取大嵐肾上腺组织左侧制备肾上腺组级免疫组化观察标本右侧肾上腺液氮冰冻保 存 备用。 14. 取大鼠睾丸组级左侧制备电镜观察标本、免疫组化观察标本右侧睾丸液氮冰冻保存 备有。 ［试剂及药品］ 戊巴比妥钠或10%水合氯醛、75%酒精、生理盐水、多聚甲醛或福尔马林液、 3 应二醛 磷酸 盐缓冲液（PBS0.01mol/LP pH7.4）或 4 戍二肚肝素撤m器械清洗消毒液 ［器材］ 备皮刀、解剖台、弯盘、组织剪、眼科剪、手术刀柄、刀片、小号弯式血管钳、蚊式血管钳、 眼科镊、无损伤血管夹、聚乙烯管、三通管、丝线、培养皿、天平、一次性离2ml、1.5ml 、冻存氤肝麹真空采血管、微量移液議高速敲杠注射器10ml、5ml、
实验动物的处死方法(一)
实验动物的处死方法(一) 摘要阐述了实验动物的几种常用的处死方法,包括物理方法致死、化学药物致死、特殊实验动物的处死等,并从动物福利角度讨论了这些方法的利弊,以为实验动物的使用提供参考。 关键词实验动物;处死方法;动物福利 安乐死是英文单词Euthanasia的中译,Euthanasia一词来源于古希腊语,意思是美好的死亡、快乐的死亡、无痛苦的死亡。日本学者将Euthanasia 翻译为“安乐死”,这一译称为中国学者所接受1]。实施安乐死一般遵循以下原则:①尽量减少动物的痛苦,尽量避免动物产生惊恐、挣扎、喊叫。 ②注意实验人员安全,特别是在使用挥发性麻醉剂(乙醚、安氟醚、三氟乙烷)时,一定要远离火源。③方法容易操作。④不能影响动物的实验结果。⑤尽可能缩短致死时间,即安乐死从开始到动物意识消失的时间。⑥判定动物是否被安乐死,不仅要看动物呼吸是否停止,而且要看神经反射、肌肉松弛等状况2]。 1物理方法致死 1.1急性失血法 此法应用于大鼠和小鼠等小动物时,常是剪断动物的股动脉,放血致死。可以采用摘眼球法,在鼠右侧或左侧眼球根部将眼球摘去,使其大量失血致死。如果是犬、猫或兔等稍大型动物应先使动物麻醉、暴露股三角区或腹腔,再切断股动脉或腹主动脉,迅速放血。动物在3~5min内即可死亡3]。采用急性失血法动物十分安静,对动物的脏器无损害,但器官
贫血比较明显,若采集组织标本制作病理切片时可用此法。 1.2断头法 此法适用于鼠类等小动物,可用直剪刀,也可用断头器。断头法处死动物时间短,并且脏器含血量少,若需采集新鲜脏器标本可采用此法。断头法会引起血液循环的突然中断和血压的迅速下降并伴随意识的消失,只能用于恒温动物。对于变温脊椎动物不推荐用断头法,因为它们相对能更高的抵制缺氧4]。 1.3空气栓塞法 当空气注入静脉后,可阻塞其分支,进入心脏冠状动脉可造成冠状动脉阻塞,发生严重的血液循环障碍,动物很快死亡。此法适用于较大动物的处死,家兔、猫用此法需注入20~40mL空气,犬致死的空气剂量为80~150mL。由于应用此法后,动物死于急性循环衰竭,所以各脏器淤血十分明显。 1.4断髓法 此法适用于小鼠、大鼠等小动物。用于家兔时可敲击延髓致死,用木锤用力锤动物的后脑部,破坏延脑,动物痉挛后死亡,简单迅速。用于蟾蜍、蛙类可直接捣毁脊髓,将金属探针插入枕骨大孔,破坏脑脊髓使动物死亡,操作过程中要防止毒腺分泌物射入实验者眼内。 2化学药物致死 常用安乐死药物有:吸入式麻醉剂(包括CO2、CO、乙醚、三氯甲烷等)、氯化钾、巴比妥类麻醉剂、二氯二苯三氯乙(DDT)等。
医学实验动物学 比较各种动物在实验中的优缺点
比较各种动物在实验中的优缺点 一般来说，动物所处的进化阶段愈高，其功能、结构、反应也愈接近人类，如猩猩、猕猴、狒狒等非人灵长类动物是最类似于人类的。他们是胚胎学、病理学、解剖学、生理学、免疫学、牙科学和放射医学研究的理想动物。我国南方和印度生产的猕猴有很多特性与人相似，可用于细菌、病毒和寄生虫病的研究。例如脊髓灰质炎、麻疹、疱疹病毒感染、弓形虫病、阿米巴脑膜炎、南美锥虫病、间日疟和恶性疟，以及自发性类风湿因子，奴卡氏菌病、病毒性肝炎等，对痢疾杆菌和结核分枝杆菌也较敏感。猕猴的生殖生理非常近似于人，月经周期也是28天，可用于生殖生理、计划生育及避孕药研究。但实际中，非人灵长类动物属稀有动物，来源很少，又需特殊饲养，选择有很大困难。另一方面，也并非只有非人灵长类动物与人具有相似性。许多哺乳类实验动物在某些功能、代谢、结构及疾病特点方面也与人类近似。可从如下几方面来比较各种动物在实验中的优缺点以及其应用的实验： 1. 组织结构 哺乳动物之间，有许多组织结构上的相似点，因而其生命功能基本过程也很相似。如猪的皮肤组织结构与人类相似，其上皮再生、皮下脂肪层、烧伤后的内分泌及代谢等也类似人类，故选用小型猪做烧伤实验研究较为理想。 2. 系统功能 许多动物各系统的功能与人类是相似的，如犬具有发达的血液循环和神经系统，在毒理方面的反应和人类也比较接近，适于做实验外科学、营养学、药理学、毒理学、行为学等方面的研究。两栖类的蛙和蟾蜍，大脑很不发达，当然不能用于高级神经活动的研究，但在做简单的反射弧实验时，则很合适，因为最简单的反射中枢位于脊髓，而两栖类脊髓已发展到合乎实验要求的程度，且其结构简单明了，易于分析。 3. 生理特性 许多哺乳类动物与人类一样，其心率、呼吸频率、体温三者成正比关系。发热时，心率和呼吸频率都增加。鸟类的体温比哺乳类的高。恒温动物的体温昼夜有一定变动范围，变动情况与行为类型有关，一般夜间活动的动物凌晨2时至3时是一日的峰值。了解这些与人类的细微差别对具体研究是十分有益的。由于动物的临床生理观察指标随动物种类、年龄以及周围环境变化而有所差异，因此正常参考值有较大的变动范围，实验时应按照实际情况具体考虑。
大鼠和小鼠的处死方法
大鼠和小鼠的处死方法 1. 脊椎脱臼法 右手抓住鼠用力向后拉，同时左手拇指与食指用力向下按住鼠头，将脊髓与 脑髓拉断，鼠便立即死亡。 2. 断头法 实验者戴上棉绿纱手套，用右手握住大鼠头部，左手握住背部，露出颈部，助手用剪刀在鼠颈部将鼠头剪掉。小鼠处死法相同。 3. 击打法 右手抓住鼠尾，提起，用力摔击其头部，鼠痉挛后立即死亡。用小木锤用力击打鼠头部也可致死。 4. 急性大失血法可采用鼠眼眶动脉和静脉急性大量失血方法使鼠立即死亡。 5. 化学致死法 吸入一氧化碳，大、小鼠在一氧化碳浓度为 0.2-0.5% 环境中即可致死。 皮下注射士的年，吸入乙醚、氨仿，均可致死。士的年注射量，小鼠为0.76?2.0mg/kg 体重，大鼠 3.0-3.5ml/kg 体重。氯化钾处死大鼠剂量： 25%溶液 0.6ml/ 只静脉注入。 快速处死小鼠的专业方法：这是在动物试验中最常用的也是最使用的处死小鼠的方法，要领是拉的时候必须要快速使劲，才可让小鼠瞬间死亡，如果拉时固定小鼠头部的手指松了有可能造成小鼠转身咬伤手指的事故发生。 脊柱脱臼法：用左手拇指和食指捏住小白鼠头的后部，并用力下压，右手抓住鼠尾，用力向后上方拉，即可使颈椎脱臼，瞬间死亡
动物处死方法： 主要依据动物的种类、动物的大小、取材的手段以及观察的组织结构特点，选用动物处死的方法。 1. 麻醉的方法 （1）吸入麻醉法：适用的动物：大鼠、豚鼠等。麻醉药物：乙醚、三氯甲烷（氯仿）。 （2）注射麻醉法适宜的动物：大鼠、豚鼠、兔、猫、犬、猴等。 麻醉药物：4 ％戊巴比妥、20％氨基甲酸乙酯、1％水合氯醛。按照动物的每公斤体重给予药量。 注射途经：肌肉注射、静脉注射、腹腔注射。 2. 空气栓塞方法通过向动物静脉内注射一定量的空气，使其心脏在暂短的时间内发生急性空气栓塞，从而造成机体血液循环障碍，导致动物痉挛而死亡。 适用的动物：家兔、犬等。 注射空气的量视动物大小而不同，家兔：约20?60ml;犬：约80?150ml。 注意：利用空气栓塞方式处死动物虽然迅速方便，但此方法可使动物机体内各脏器或多或少地出现淤血的现象，如心内膜下淤血。 3. 断头法动物在极短的时间内死亡，避免处于濒临死亡的痛苦，有利于组织或细胞结构的保存，其次放掉动物的血液可减少了取材过程中不必要的过多出血现象。 适用的动物：小鼠、大鼠、豚鼠、青蛙或蟾蜍等。 4. 其它方法 （1 ）脱臼（断髓）法：适用动物：小鼠 （2）股动脉放血法：适用动物：犬、猴 小鼠断随（脱臼）法的具体操作
为什么用雌性小鼠
为什么雌性比雄性产生抗体的能力强？ 已明确性激素与免疫系统有关，但其作用机制尚不清楚。推测性激素通过几个不同的靶部位调节免疫系统:性激素可以直接作用于包括胸腺和腔上囊的淋巴器官;也可以通过对非淋巴器官的间接作用，影响免疫系统。性激素可能作用于:①中枢神经系统，释放免疫调节肤或复合物;②巨噬细胞一单核细胞系统，调节它们的功能和细胞因子;③其他内分泌腺体，释放免疫调节激素。尽管究竟是哪种机制还不清楚，但肯定不是一个简单的途径. 1.性激素对胸腺和T细胞介导的细胞免疫的影响 很多实验发现，性激素与胸腺关系密切。性腺切除，胸腺会增生，而过度补充性激素会引起胸腺萎缩。正常发育过程中，青春期前性激素水平低而胸腺大，青春期后性激素水平升高，胸腺则明显缩小。性激素可以改变T细胞亚群。雌激素可以减少CD8+细胞(Ts细胞)，过量雌激素使CD4+与CD8+细胞耗竭，而雄激素可以维持CD8十细胞。5位青春期前的男孩，因高位皋丸应用绒毛膜促性腺激素引起皋酮水平增高，使CD4 + /CD8+比例下降。 性激素还可调节T细胞淋巴因子。性激素有调节IL-2活性的作用，如雄激素可维持其活性，通过对IL-2水平的调节，性激素可明显地改变免疫反应。 雌激素促进抗自身抗体的产生，促进巨噬细胞的功能，抑制NK细胞功能。 2.性激素对抗体介导的体液免疫的影响 性激素调节抗体和自身抗体的表达，表明性激素对B细胞功能有影响。正常雌鼠比雄鼠产生更多抗红细胞的自身抗体，产生自身抗体的细胞大量存在于雌鼠的腹腔内。抗原递呈细胞(antigen-presenting cell, APC)包括巨噬细胞或其他细胞，对B细胞产生抗自身抗体是必需的，表明正性信号(细胞接触或分泌细胞因子)从抗原递呈细胞传递给了B细胞。 雌激素调节血清和子宫免疫球蛋白。总的说来，雌激素增加抗自身抗体水平，雄激素抑制或不影响抗自身抗体水平。雌激素使自身免疫鼠的多种抗自身抗体增加，使非自身免疫病鼠的抗红细胞自身抗体增加。雌激素对B细胞的数量影响不大。与安慰剂组相比，经雌激素治疗后，小鼠的B细胞可增强脂多糖(LPS)引起的鸟氨酸脱竣酶(ODC)活动。尚不清楚性激素影响自身抗体的产生是直接通过B细胞还是间接地通过影响T细胞、巨噬细胞和其他细胞起作用。也不了解性激素对B细胞活化、增殖和分化的影响。 小鼠实验中总是选择雌性小鼠，老板要我用雌性balb/c小鼠，为什么不能用雄性的阿？ 雌性小鼠通常不会打斗，整群饲养的雄性小鼠，则时常打斗.将二只或二只以上的成年公小鼠关在一起通常是无法和平相处的；因此，公小鼠应分开笼饲以避免互相打斗。新近组合的公鼠群，新的公鼠进入已被划定的领域，或先前独自饲养的小鼠等，皆有可能发生打斗，雌性鼠则较少发生打斗现象。 为什么免疫时要用雌性的小鼠呢？ 因为不同窝雌鼠易群养，雄鼠虽然产生的抗体会比雌鼠高，但不易群养. 雌鼠产生抗体效价要高于雄鼠，并且持续时间也比雄鼠持续时间长！做单克隆抗体用的小鼠全是雌的小鼠~！ 【求助】雌性雄性小鼠 请问一下行为学模型中有时候用雄性小鼠有时雌雄兼用,请问其根据什么啊?假如全用雄性
大鼠取血方法
大鼠取血方法 1. 割（剪）尾采血：当所需血量很少时采用本法。每鼠一般可采血10余次以上。小鼠每次可取 血0.1ml，大鼠0.3?0.5ml。 1.4見尖采血才法 将大杖囲進好?阳50乜左右SL水根池城部妁2 血骨 充血后?用球消黑、擦干BU匕用消澎手术旳的去尾尖3 ■ 10 mi叭魅后从用根那向尼尖檢忙血fl朋尖流岀。此法町采L5 -2 mL 2. 鼠尾刺血法：大鼠用血量不多时（仅做白细胞计数或血红蛋白检查），可采用本法。先将鼠尾用温水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血。用7号或8号注射针头，刺入鼠尾静脉, 拔出针头时即有血滴出，一次可采集10?50mm3。如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端 穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。 3. 眼眶静脉丛采血：体重20-25g的小鼠每次可采血0.2-0.3ml ;体重200-300g大鼠每次可采血0.5-1.0ml，可适用于某些生物化学项目的检验。 将天M冊建庄实验台边Sfir左手抓囂大區拥那皮肤囿定头 部，井轻轻向下压迫用導先稚备好的io 号舍JM甘头顶蝎（怦尖斛閒朝内人垂氏插人内就并向眼底方向转动以便切开押体丛「血敕便会连缨不斷地溝人采血用此法大约可取？-3 取血宪毕?立刻用脱册郴压迫也 环境材料 0.9mm x 100mm,背牛人习櫃便用丫 经常骨—断.30mm晴、弁去屮阀段= EP 曲虻人0.1% IH-比钠< >150U/mgJ 0J mL-均匀涧湿? 50P减下I輻 适帀1mL伞血的抗甌效果肛人 取血则感须熒I R J衿住骨的质昂.杯号井汕. 邀当劣备. 1 Mi ■. ■■ iV ■■■. >■ -K> ■宽敬台曲*輕了F组多步驟同时操作］ | ■ cm ■ ■ ■ ■ ■ ■ ■ ■■ ■琴 L9tt?EP &J
mouse和rat的区别
1.mouse指小鼠，rat指大鼠 实验室常用小鼠有C57BL/6(题主所言B57c1/6应该是这个？)和Balb/C 实验室常用的大鼠有Sprague-Dawley和Wistar 成年大鼠体长可以达到20cm，而小鼠则通常在10cm左右。 2、Mouse经常成为宠物（pet），被看做好玩（playful）、可爱（loving），而Rat被看做是邪恶的（vicious）、不洁的（unclean）。 3、mouse不含褒贬之意，rat含贬义，就像过街老鼠,肮脏,是害虫。 小鼠mouse 小鼠是应用最多的实验动物，因为其基因与人类基因具有99%的相似度(经@麻油油提示应为99%的基因能在人类基因组中找到同源基因，露怯了，不好意思-,,-)，饲养管理具有非常成熟和相对廉价的方案，繁殖迅速使得科研人员可以研究不同代次间小鼠生物学特性的变化，生理学和基因学特征研究清晰使得研究可以顺利开展。 我们今天所见的多数实验用小鼠都是白色的，这是酪氨酸酶基因突变使得机体无法合成黑色素导致先天白化病的缘故。在早期人们在培育实验动物时将白化病作为一种选择标志，也有不以白化病作为选择标志培育出来的小鼠，如C57BL/6。多数实验小鼠为近交品系。 C57BL/6 (简称B6)是第二种完成全基因组测序的物种，仅在人类全基因组测序之后。
这个品系的小鼠于1921年被培育出来，属于近交品系。 B6的主要用途有如下三个方面 作为生理学与病理学的实验动物模型 构建转基因动物模型 作为产生自发突变和诱发突变的同基因型小鼠的背景品系。 大鼠rat 大鼠是应用第二多的动物模型，相对于小鼠，大鼠更大因而更加方便解剖操作，性格更暴躁，对疾病抵抗力更高。Sprague-Dawley 和Wistar是最常用的两种大鼠，两者均为白化品系。与小鼠不同，多数实验大鼠均为远亲杂交，所有大鼠均由褐家鼠培育而来（答主注：就是饭店厨房垃圾场随处可见那货-,,-）。大鼠同样具备繁殖迅速、饲养管理成熟廉价，背景清晰等优势。
(完整word版)小鼠和大鼠的区别
鼠类中主要常用实验品种介绍——小鼠 小鼠（mouse），学名：mus musculus,在生物分类学上属脊椎动物门、哺乳动物纲、啮齿目、鼠科、鼷鼠属、小家鼠种。 小鼠品种之一：ICR小鼠 生活习性 生长发育：小鼠在哺乳动物中体型最小，新生仔鼠1.5g左右，45天体重达18g以上。小鼠体重的增长与品系的来源、饲养营养水平、健康状况、环境条件等有密切关系。几个不同品系小鼠的正常生长发育曲线见图 活动规律：小鼠性情温顺，易于捕捉，胆小怕惊，对外来刺激敏感，喜居光线暗淡的环境。习惯于昼伏夜动，其进食、交配、分娩多发生在夜间。一昼夜活动高峰有两次，一次在傍晚后1~2小时内，另一次为黎明前。 采食特性：小鼠门齿生长较快，需常啃咬坚硬食物，有随时采食习惯。 繁殖特性：小鼠成熟早，繁殖力强，寿命1~3年。新生仔鼠周身无毛，通体肉红，两眼不睁，两耳粘贴在皮肤上。一周开始爬行，12天睁眼，雌鼠35~50日龄性成熟，配种一般适宜在65~90日龄，妊娠期19~21天，每胎产仔8~12只。可根据阴道栓的有无来判断小鼠是否发生了交配。 群居特性：小鼠为群居动物，群养时雌雄要分开，雄鼠群体间好斗，群体处于优势者保留胡须，而处于劣势者则掉毛，胡须被拔光。这一现象与因寄生虫性或真菌性皮炎所致的掉毛相区分。 温湿度要求：小鼠对温湿很敏感，一般温度以18~22℃，相对湿度以50％~60％最佳。 常用品系 近交系（inbred strain）: BALB/c小鼠形成了许多亚系，如BALB/cAnN, BALB/cJ，BALB/cCd。BALB/c小鼠基因型为Aabbcc。毛色为白色。其乳腺癌发病率低，但对致癌因子敏感。乳腺肿瘤发生率约为10％~20％。有一定数量的卵巢、肾上腺和肺部肿瘤、白血病的发生。肺癌发病率雌性26％，雄性29％。白血病发病率雌性12％，雄性10％。血压与其他近交系小鼠相比为最高，有自发高血压症。老年小鼠心脏有某些病变，雌雄小鼠常有动脉硬化。几乎全部20月龄的雄性小鼠均有淀粉样变。对鼠伤寒沙门氏菌C`5敏感，对麻疹病毒中度敏感，易患慢性肺炎，对放射线极度敏感。富于网状内皮细胞的器官（如肝、脾）与体重相比，所占比值很大。常用于单克隆抗体和免疫学研究。BALB/c小鼠生产性能好，繁殖期长，一般无相互侵袭习性，比较容易群养。平均寿命：有的记载雄鼠为509天，雌鼠为561天；有的记载雄鼠为648天，雌鼠为816天。平均体重252日龄雄鼠为30 g，雌鼠为28g。 C57BL小鼠基因型为aaBBCC。毛色为黑色。C57BL小鼠对Graffi 白血病因子较敏感。对麻疹病毒敏感。乳腺肿瘤发生率低。网状组织肿瘤自发率，雌鼠少于10％，雄鼠为4％。较老的动物中有垂体腺瘤发生。老年性肾硬化症常见。有些亚系有遗传性的脑积水。C57BL 小鼠对化学致癌物诱导作用敏感性低，但全身经放射线照射后，淋巴瘤发生率达90％~100％。腰椎六个，有许多骨骼方面的变异。亚系C57BL/He和C57BL/An，与其他的C57BL和C58不同，它们有元素Ce的高效肝分解酶。C57BL小鼠适于穴居，非地面生活的小鼠，对逃避侵袭的反应性不敏感。于无特殊病原体（SPF）环境中，在用代乳鼠喂养条件下的平均寿命，雌鼠为580天，雄鼠为645天。 C3H/He小鼠：C3H小鼠是Strong于1920年用Bagg白化雌鼠与DBA雄鼠杂交后经连续全同胞近交而育成。C、CBA、CH1和C121等品系亦出于本杂交组合。1930年自Strong处转到Andervont（An）处。经近交繁殖至35代时，于1941年到Heston（He）处，成为C3H/He。到1975年时，繁殖达135+代。目前C3H/He小鼠已在各地大量使用，形成了许多亚系，如C3H/HeN，C3H/HeJ等。C3H/He 小鼠基因型为AABBcc。毛色为白色。其14月龄小鼠自发肝癌发病率达85％。自发乳腺肿瘤发病率：繁殖雌鼠平均达90％（318日龄雌鼠为100％，234日龄繁殖雌鼠为67％），272日龄繁殖雄鼠为84％。补体活性高。168日龄平均体重：雌鼠为32 g，雄鼠为34g。 封闭群（closed colony），又称远交群（outbred stock）：
大鼠和小鼠的采血方法
大鼠和小鼠的采血方法（最全） 这里主要介绍几种大小鼠的采血方法，以帮助试验中需要用到相关技术的人员。 1）尾尖取血： 当所需血量很少时采用本法。固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在 45 C温水中浸泡数分钟，也可用二甲苯等化学药物涂擦，使局新血管 扩张。将鼠尾擦干，剪去尾尖，血自尾尖流出，让血液滴入盛器或直接用移液器吸取。如需间隔一定时间，多次采取鼠尾尖部血液，每次采血时，将鼠尾剪去很小一段，取血后，先用棉球压迫止血并立即用6%液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。也可采用切割尾静脉的方法采血，三根尾势脉可交替切割，并自尾尖向尾根方向切割，每次可取0.2?0.3ml血，切割后用棉球压迫止血。这种采血方法在大鼠进行较好，可以较长的间隔时间连续取血，进行血常规检查。 （2）眼眶后静脉丛取血： 当需中等量的血液，而又需避免动物死亡时采用此法。用左手固定鼠，尽量捏紧头部皮肤，使头固定，并轻轻向下压迫颈部两侧，引起头部静脉血液回流困难，使眼球充分外突（示眼眶后静脉丛充血），右手持毛细玻璃管，沿内眦眼眶后壁向喉头方向旋转刺入。刺入深度小鼠2?3mm ,大鼠4?5mm。当感到有阻力时再稍后退，保持水平位，稍加吸引，由于血压的关系，血液即流人玻璃管中。得到所需的血量后，拨出毛细管。若手法恰当，小鼠约可采血0.2?0.3ml，大鼠约可采血0.4?
0.6ml。 (3)断头取血： 当需要较大量的血液，而又不需继续保存动物生命时采用此法。左手捉持动物，使其头略向下倾，右手持剪刀猛力剪掉鼠头，让血液滴入盛器。小鼠可采血0.8?1.0ml，大鼠可采用5?8ml。 (4)眶动脉和眶静脉取血： 此法既能采取较大量的血液，又可避免断头取血法中因组织液的混入导致溶血的现象，现常取代断头取血法。先使动物眼球突出充血后，以弯头眼科镊迅速钳取眼球，并将鼠倒置，头向下，眼眶内很快流出血液，让血液滴入盛器，直至不流为止。此法由于取血过程中动物未死，心脏不断在跳动，因此取血量比断头法多，一般可取鼠体重4?5 %的血液量，是一种较好的取血方法。 (5)心脏取血： 动物仰卧固定在固定板上，剪去心前区部位的被毛，用碘酒酒精消毒皮肤。在左侧第3?4肋间，用左手食指摸到心搏处，右手取连有4?5号针头的注射器，选择心搏最强处穿刺，当针刺入心脏时，血液由于心脏跳动的力量自动进人注射器。此法要求实验者掌握以下要点：要迅速而直接插入心脏，否则，心脏将从针尖处滑脱；如第一次没刺准，将针头抽出重刺，不要在心脏周围乱探，以免损伤心、肺; 要缓慢而稳定的抽吸，否则，太多的真空反而使心脏塌陷。若不需保留动物生命 时，也可麻*醉后切开动物胸部，将注射器直接刺人心脏抽吸血液。（6）大血管取血:
大鼠 繁殖和饲养管理
第一章.生殖生理 1.1.性成熟 在正常的发育过程中，雄鼠出生后23-25天睾丸开始下降，30-35 日龄进入阴 囊，45-60天产生精子,60日龄以后就可交配。雌鼠一般在70-75日龄阴道开口，同品种品系开口时间不同，有的50日龄即开口，达80日龄即可交配。过早交配，增加雌鼠负担,对子代发育不利。大鼠最适交配日龄为雄鼠90日龄，雌鼠80日龄。 1.2.性周期 大鼠的发情不受季节温度的影响，具有多发性、周期性的变化规律。大鼠性周期为4-5天。在此周期内，生殖系统发生一系列组织学的变化，可作阴道涂片检查。根据阴道上皮细胞的变化，典型的4日性周期分为发情前期、发情期、发情后期和静止期。 表二：大鼠性周期 ━━━━━━━━━━━━━━━━━━━━━━━━━━━━━━━━━━阶段阴道涂片 ────────────────────────────────── 发情前期阴道分泌物中大部分是膨大椭圆形扁平上皮细胞。此期 约持续17－21小时，当日下午出现排卵前促性腺激素高峰，从 傍晚到深夜，此期结束。 ────────────────────────────────── 发情期膨大的上皮细胞核消失，成为鳞状脱落（角化上皮细胞并聚集在一起形成堆状，镜下好象许多落叶堆叠在一起。在情前期过渡到发情时（即深夜）发生排卵，此时大鼠的发情行为达高峰，此期约持续9－15小时。 ────────────────────────────────── 发情后期阴道分泌物中大部分是白细胞，混有少量角化上皮细胞，此期 约持续10－14小时。 ────────────────────────────────── 静止期阴道分泌物中大部分是白细胞，偶尔可见较小的有核扁平上皮 细胞。此期约持续60－70小时。 ━━━━━━━━━━━━━━━━━━━━━━━━━━━━━━━━━━ 大鼠排卵通常在发情后8-10小时，发情多在夜间。排卵通常是自发的，但强壮的雄鼠
大鼠和小鼠的处死方法
大鼠和小鼠的处死方法 1.脊椎脱臼法 右手抓住鼠用力向后拉，同时左手拇指与食指用力向下按住鼠头，将脊髓与脑髓拉断，鼠便立即死亡。 2.断头法 实验者戴上棉绿纱手套，用右手握住大鼠头部，左手握住背部，露出颈部，助手用剪刀在鼠颈部将鼠头剪掉。小鼠处死法相同。 3.击打法 右手抓住鼠尾，提起，用力摔击其头部，鼠痉挛后立即死亡。用小木锤用力击打鼠头部也可致死。 4.急性大失血法 可采用鼠眼眶动脉和静脉急性大量失血方法使鼠立即死亡。 5.化学致死法 吸入一氧化碳，大、小鼠在一氧化碳浓度为0.2-0.5%环境中即可致死。 皮下注射士的年，吸入乙醚、氨仿，均可致死。士的年注射量，小鼠为 0.76～2.0mg/kg体重，大鼠3.0-3.5ml/kg体重。氯化钾处死大鼠剂量：25%溶液0.6ml/只静脉注入。 快速处死小鼠的专业方法：这是在动物试验中最常用的也是最使用的处死小鼠的方法，要领是拉的时候必须要快速使劲，才可让小鼠瞬间死亡，如果拉时固定小鼠头部的手指松了有可能造成小鼠转身咬伤手指的事故发生。 脊柱脱臼法：用左手拇指和食指捏住小白鼠头的后部，并用力下压，右手抓住鼠尾，用力向后上方拉，即可使颈椎脱臼，瞬间死亡
动物处死方法： 主要依据动物的种类、动物的大小、取材的手段以及观察的组织结构特点，选用动物处死的方法。 1.麻醉的方法 （1）吸入麻醉法：适用的动物：大鼠、豚鼠等。 麻醉药物：乙醚、三氯甲烷（氯仿）。 （2）注射麻醉法 适宜的动物：大鼠、豚鼠、兔、猫、犬、猴等。 麻醉药物： 4％戊巴比妥、20％氨基甲酸乙酯、1％水合氯醛。按照动物的每公斤体重给予药量。 注射途经：肌肉注射、静脉注射、腹腔注射。 2.空气栓塞方法通过向动物静脉内注射一定量的空气，使其心脏在暂短的时间内发生急性空气栓塞，从而造成机体血液循环障碍，导致动物痉挛而死亡。 适用的动物：家兔、犬等。 注射空气的量视动物大小而不同，家兔：约20～60ml；犬：约80～150ml。 注意：利用空气栓塞方式处死动物虽然迅速方便，但此方法可使动物机体内各脏器或多或少地出现淤血的现象，如心内膜下淤血。 3.断头法动物在极短的时间内死亡，避免处于濒临死亡的痛苦，有利于组织或细胞结构的保存，其次放掉动物的血液可减少了取材过程中不必要的过多出血现象。 适用的动物：小鼠、大鼠、豚鼠、青蛙或蟾蜍等。 4.其它方法 （1）脱臼（断髓）法：适用动物：小鼠 （2）股动脉放血法：适用动物：犬、猴 小鼠断随（脱臼）法的具体操作
小鼠实验操作
小鼠实验操作 (一)、实验动物的选择原则 1、尽量选择与人体结构、机能、代谢及疾病特征相似的动物; 2、选用的实验动物的解剖、生理特点应符合实验目的; 3、根据人与实验动物对同一刺激的反应差异,选用具有明显反应的动物; 4、根据生物医学研究必须达到的精确度,选用结构功能简单又能反映研究指标的动物; 5、选用患有人类类似疾病的近交系或突变系动物; 6、选用与实验设计、技术条件、实验方法等相适应的标准化动物; 7、在不影响实验目的与结果的前提下,选择最易获得、最经济、便于操作管理的动物; 8、供实验用的动物应具备质量合格证。 (二)、常用实验动物的特点 1、小白鼠 就是实验室最常用的一种动物。易于大量繁殖,且价廉,适用需要大量动物的实验,如药物筛选、半数致死量测定、药物效价比较、抗感染、抗肿瘤药物及避孕药物的研究等。 2、大白鼠 与小白鼠相似。一些在小白鼠身上不便进行的实验可选用大白鼠,如药物抗炎作用的实验常选用大白鼠踝关节制备关节炎的模型。此外,也可用大白鼠直接记录血压、作胆管插管,或用大白鼠观察药物的亚急性或慢性毒性。大白鼠的血压与人相近,且稳定,现常用于抗高血压药物实验。 3、豚鼠 就是实验室常用动物之一。对组织胺很敏感,容易致敏,常用于平喘药与抗组胺药的实验。对结核菌亦敏感,故也用于抗结核药的研究。此外还用于离体心脏及平滑肌实验,其乳头肌与心房常用于电生理特性及心肌细胞动作电位实验,研究抗心律失常药物的机理。 (三)、实验动物选择的注意事项 由于动物对外界刺激的反应存在个体差异,在选择实验动物时,还应注意动物的年龄、体重、性别、生理状态、健康状况及其品系、等级等因素对实验的影响。 二、实验动物的性别鉴别与编号 (一)、实验动物的性别鉴别 药理学实验常用的动物中,较大的动物(如家兔、猫、犬等)可以从生殖器分辨其性别,而较小的动物(如小白鼠、大白鼠、豚鼠等)的性别鉴别,通常以肛门与生殖孔之间的距离来判断,距离近者为雌性,距离远者为雄性。 (二)、实验动物的编号 药理实验中常用多只动物同时进行实验,为避免混乱应将动物进行编号。实验动物编号的目的在于将观察范围内的同种动物进行区别,以便于观察。常用的方法有染色法、耳缘剪孔法、烙印法与号牌法等,可根据实验目的、动物种类与具备的条件选用,一般编号应具有清晰易辨、简便耐久的特点。猫、犬、兔等较大的动物可用特别的号码牌固定于身上。小白鼠、大白鼠及白色家兔等用黄色苦味酸涂于动物不同部位进行染色标记而编号。例如在小白鼠,右前肢皮肤外侧涂色标记为1号,腹部右外侧皮肤涂色标记为2号,右后肢皮肤外侧涂色标记为3号,头部皮肤涂色标记为4号,背部正中皮肤标记为5号,尾巴根部标记为6号,7、8、9号在左侧同1、2、3号,第10号不涂黄色。大白鼠的编号与小白鼠相同。 第二节实验动物的捉拿、给药与处死方法 (一)、小白鼠、大白鼠 1、捉拿法:小白鼠可采取双手法与单手法两种形式。 双手法:右手提起鼠尾,放在鼠笼盖或其她粗糙面上,向后方轻拉,小白鼠则将前肢固定于粗糙面上。此时迅速用左手拇指与食指捏住小白鼠颈背部皮肤(图1),并以小指与手掌尺侧夹持其尾根部,固定于手中。 单手法:小白鼠置于笼盖上,先用左手食指与拇指抓住鼠尾,手掌尺侧及小指夹住尾根部,然后用左手拇指与食指捏住颈部皮肤。