动物实验方法概述
动物行为实验专题大小鼠跳台实验方法

动物行为实验专题大小鼠跳台实验方法动物行为实验是行为学研究的重要手段之一,能够帮助研究人员了解动物的行为习性和认知能力。
其中,大小鼠跳台实验也是常用的一种实验方法,可以用于评估小鼠的学习和记忆能力。
本文将详细介绍大小鼠跳台实验的步骤和注意事项。
1.实验目的大小鼠跳台实验旨在评估小鼠的空间学习和记忆功能,通常用于研究与海马功能相关的学习和记忆障碍的动物模型。
2.实验仪器和材料(1)大小鼠跳台实验仪器:包括跳台、纸箱、光源、摄像机等。
(2)大小鼠:选择雄性或雌性健康的小鼠,年龄在8-12周之间。
(3)实验地点:保持适宜的环境温度和湿度,并确保安静无扰。
3.实验步骤(1)预备工作①准备跳台实验仪器,确保跳台、纸箱等都整洁干净。
②调整实验环境,确保温度和湿度适宜,并消除任何可能干扰实验的因素。
③在实验之前,将小鼠隔离,确保其处于饥饿状态,以增加其对实验中奖励的渴望。
(2)实验前训练①将小鼠置于纸箱中,并让其自由探索和熟悉环境,减少它们对新环境的恐惧感。
②将小鼠放入纸箱的一个角落,引导它们自主跳上跳台。
③如果小鼠成功跳上跳台,给予奖励如食物或水。
④重复上述步骤,直到小鼠能够熟练地跳上跳台。
(3)正式实验①将小鼠放入纸箱的一个角落,观察和记录小鼠的行为,特别是跳上跳台的行为。
②记录小鼠跳上跳台的次数和时间,并根据需要记录其他相关行为,如探索、活动等。
③每只小鼠的实验时间应该相同,通常为5-10分钟。
④实验完成后,可以进行数据处理和统计分析。
4.实验结果和数据分析实验结果应包括小鼠跳上跳台的次数、时间和其他相关行为数据。
可以通过计算平均值、标准差等统计指标来评估小鼠的学习和记忆能力。
此外,还可以使用适当的统计分析方法,如方差分析(ANOVA)等,来比较不同组别之间的差异。
5.注意事项(1)确保实验环境安静,以避免任何干扰实验的因素。
(2)在实验过程中要注意观察小鼠的行为,并及时记录相关数据。
(3)应将每只小鼠的实验时间控制在相同的范围内,以消除实验时间对结果的影响。
动物实验基本方法

动物实验的基本操作技术方法,根据实验顺序分述如下:
二、实验动物的抓取固定方法
正确的抓取固定动物,是为了不损害动物健康,不影响观察指标,并防止被动物咬伤, 保证实验顺利进行。抓取固定动物的方法依实验内容和动物类而定。抓取固定动物前,必 须对各种动物的一般习性有所了解,抓取固定时既要小心仔细,不能粗暴,又要大胆敏捷, 确实达到正确抓取固定动物的目的。
1.复制动物模型法此法是动物实验最基本的方法,是采用人工的方法使动物在一定致 病因素(机械、化学、生物和物理)作用下,造成动物的组织,器官或全身的一定损伤, 复制成与人类疾病相似的动物疾病模型,来研究各种疾病的发生、发展规律及防治方法。
2.切开、分离法此法是以活体动物为对象的整体实验常用方法。习惯上把在麻醉情况 下,制备一些实验条件(如活体解剖、分离暴露器官、组织或进行一些手术制备等措施) 进行研究者称“急性动物实验”。其优点是比较简便,操作后可以即进行观察,实验条件相 对地较易控制,对要研究的器官,有可能直接观察。但存在着麻醉、手术创造及存活时间 较短等因素,也会对实验结果带来一定的影响。因此采用此法应注意麻醉深度更适中,手 术要轻巧,少出血、减少创伤,并要熟悉手术部位的神经、血管等解剖。
常用动物实验方法及检查方法

常用动物实验方法及检查方法动物实验是为了研究人类和动物的疾病、试验新药等目的而进行的实验。
它具有可控性、可再现性、安全性等优点,但也存在着动物伦理问题。
以下是常用的动物实验方法及检查方法。
一、行为实验方法行为实验是通过观察动物在特定条件下的行为反应来研究其认知、学习、记忆、情感和行为等方面的实验方法。
常用的行为实验方法包括:1.水迷宫实验将小鼠放置在特定的水池中,让其寻找出口。
通过观察小鼠在水中的海豚式游泳和潜水以及在水池边的行动判断其学习、记忆等能力。
2.开放田野环境实验观察动物在自然环境下的日常行为,并通过对比不同环境下的行为反应等来研究其行为特征。
3.运动学实验通过摄像提供的数据分析动物运动学表现,可以研究动物的协调能力、平衡能力等。
生理实验是通过测量动物生理生化指标及其变化等研究其生理功能和机制的实验方法。
常用的生理实验方法包括:1.心电图实验将小鼠放置在仪器上,通过在不同时间点测量其心电图数据来了解其心脏跳动、节律、速率等指标。
通过安装电极在动物头皮上进行记录和测量电活动,来研究动物的神经活动和行为的关系。
3.血液分析实验测量小鼠血液中各营养和代谢物的浓度及其变化,如血糖、血脂、酸碱度、肝功能酶等,以研究其生理机能和代谢变化。
1.肿瘤模型实验通过给动物注射癌细胞来建立肿瘤模型,观察肿瘤的生长和转移,评价药物的治疗效果等。
2.心血管疾病模型实验通过手术创建给予动物心脏和血管疾病,如高血压、冠心病、心力衰竭等模型,研究心血管药物的疗效。
3.动脉硬化模型实验通过高脂饮食、药物处理等方式建立动脉硬化模型,在病理变化、药物治疗等方面进行研究。
四、检查方法除了以上实验方法,常用的检查方法也是科学研究的重要手段,包括:1.显微镜检查通过显微镜观察动物医学切片的病理变化、组织结构等,可以从微观上了解动物机体病理生理和药理学变化。
2.核磁共振检查采用核磁共振技术对小鼠、大鼠等动物进行医学检查,如脑、心血管等部位的诊断,更加准确地研究各种动物模型。
实验动物基本知识及基本操作实验方法

实验动物基本知识及基本操作实验方法实验动物是指在实验室内用于科学研究目的的动物,为了保护人类和其他动物的生命、健康和安全,科学研究常常需要进行动物实验。
以下内容将介绍实验动物的基本知识以及实验中的基本操作和实验方法。
一、实验动物的基本知识1.实验动物种类常见的实验动物种类包括小鼠、大鼠、兔子、猴子、猪等。
其中,小鼠和大鼠是最常用的实验动物,因其生命周期短、繁殖能力强、易于养殖和管理,且与人类基因相似度较高。
2.实验动物的饲养环境实验动物需要有严格的饲养环境,包括适宜的温度、湿度、光照和通风条件。
饲养设施应具备合适的空间和设备,如饲养箱、自动饮水器、饲料箱等。
3.实验动物的繁殖和饲养实验动物的繁殖需要注意选配合理的配对,控制种群数量和质量,以确保实验结果的可靠性。
同时,对实验动物进行规范、科学的饲养,提供合适的饲料、清洁的饮用水、舒适的环境等。
二、实验中的基本操作1.动物体重测定动物体重是评估动物生长、健康状态的重要指标。
测定体重时,可以用电子天平称量,将动物置于天平上并记录体重。
2.手术操作一些研究需要进行手术操作,例如在动物体内植入微电极等。
手术操作前需进行充分的准备工作,如消毒手术器具、获取麻醉剂等。
手术操作过程中,需要保持操作区域清洁、注意操作技巧,保护动物的生命安全。
3.采集生物样本实验动物的生物样本如血液、尿液、组织样本等,是研究动物健康状况和药物效果的重要依据。
采集血液时,可以通过尾静脉抽血、眼眶静脉抽血等方法。
采集尿液时,通常采用代谢笼或尿液收集器。
1.长期观察法长期观察法是通过观察实验动物在不同条件下的生长发育、行为表现等来推断不同因素对动物的影响。
例如,用不同饲料供给量观察动物的生长速度,用不同光周期观察动物的行为改变。
2.剖析法剖析法是通过解剖实验动物,观察和记录各种器官的形态结构及组织病理变化,从而了解不同因素对动物生理功能和病理变化的影响。
例如,观察动物心脏、肝脏、肺等器官的大小、形状和病理损伤。
动物实验中的基本技术和方法

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小香猪
第四节 实验动物血液和尿液的采集
一. 动物血液的采集方法 实验动物血液的采集方法有很多。
(一) 按采血部位不同可分为: 眼部采血、耳部采血、心脏采血、大血管采
血及尾部采血等。
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(二)按采血使用的手段不同可分为: 鼠尾刺血、剪尾采血、眼眶静脉丛采血、
心脏采血、断头采血、颈静(动)脉采血、腹主 动(静)脉采血、耳缘剪口采血、耳静脉采血、 后肢外侧小隐静脉、前肢内侧皮下头静脉采血、 翼下采血等。
二、 尿液采集 (一)、 代谢笼采集 代谢笼的特点是能
将动物排泄的大小便分开,达到采集尿液的 目的。此法常用于大鼠、小鼠、豚鼠、兔等 中小型动物的尿液采集。 (二)、导尿法采集 在动物的尿道或输尿 管内插一根塑料导管采集尿液。此法适用于 兔、犬、猫等。
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二、尿液的采集 实验动物的尿液常用代谢笼采集,也可通过其他装置来采集。 (一)用代谢笼采集尿液 代谢笼用于收集实验动物自然排出的尿液,是一种特别设计的为采集实验动物各种排 泄物的密封式饲养笼,有的代谢笼除可收集尿液外,又可收集粪便和动物呼出的CO2 。 一般简单的代谢笼主要用来收集尿液。防在代谢笼内饲养的实验动物,可通过其特殊 装置收集尿液。 (二)导尿法收集尿液 施行导尿术,较适宜于犬、猴等大动物。一般不需要麻醉,导尿时将实验动物仰卧固 定,用甘油润滑导尿管。对雄性动物,操作员用一只手握住阴茎,另一只手将阴茎包 皮向下,暴露龟头,使尿道口张开,将导尿管缓慢插入,导尿管推进到尿道膜部时有 抵抗感,此时注意动作轻柔,继续向膀胱推进导尿管,即有尿液流出。雌性动物尿道 外口在阴道前庭,导尿时于阴道前庭腹侧将导尿管插入阴道外口,其后操作同雄性动 物导尿术。 用导尿法导尿可采集到没有污染的尿液。如果严格执行无菌操作,可收集到无菌尿液。 (
第二讲整体动物试验概述

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例3:按100g体重动物每日摄食量10g计算,如何配制饲料?
剂量组: 4000mg/kg 400mg/kg 40mg/kg
400mg/100g 饲料中 受试物含量:400mg/10g饲料
(4%) 200g大鼠 20g饲料
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第二节 动物实验基本要素
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动物实验基本要素:
受试因素
受试对象
实验效应
(研究因素) (处理因素)
(受试动物 )
(生物学特征改变)
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一、受试因素(受试物) 1. 受试物溶液配制 溶剂和助溶剂要求: 1.不与受试物发生化学反应; 2.不对实验效应产生影响; 3.在使用中不发生降解; 4.不影响受试物稳定性。 常用溶剂与助溶剂: 1.溶剂: 水(生理盐水、蒸馏水等) 植物油(玉米油、橄榄油等) 2.助溶剂: 吐温-80或吐温85 羧甲基纤维素、月桂醇硫酸钠等 受试物配制方法:
A.等体积不等浓度药液配制 例1:按1ml/100g体重灌胃量,如何配制受试物药液?
剂量组:1000mg/kg 100mg/kg 10mg/kg
100mg/100g
受试物浓度:100mg/1ml 10mg/1ml 1mg/1ml
200g大鼠
2ml
2ml
2ml
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B.等浓度不等体积药液配制 例2:按1ml/100g体重灌胃量,如何配制受试物药液?
“没有对活体动物的实验研究,人们无法 认识活体人的各种生命现象”
3
(弗朗西斯.佩顿.鲁斯)
1966年诺贝尔生理或医学奖获得者 4
洛克菲勒(美) Francis Peyton Rous(1879-1970)at the Rockefeller Institute for Medical Research in the US had isolated, from chickens, Rous sarcoma(retro)virus (RSV), which caused tumours in animals. Rous went on to pioneer research into the rabbit papilloma virus and its interactions with chemical carcinogens in the 1930s, and received a Nobel Prize for his work in 1966. In the early 1960s Ludwig Gross in New York demonstrated that retroviruses caused tumours in mice and rats.
动物的注射实验报告

一、实验动物的注射给药法概述实验动物的注射给药法是毒理学实验中常用的给药方式,主要包括皮下注射、皮内注射、肌肉注射和腹腔注射等。
不同给药方式适用于不同种类的实验动物,如大鼠、小鼠、豚鼠、家兔、犬和猫等。
二、不同注射给药法的操作步骤1. 皮下注射皮下注射适用于皮下组织疏松的部位,如大鼠、小鼠和豚鼠的颈后肩胛间、腹部或腿内侧;家兔的背部或耳根部;犬及猫的大腿外侧。
注射前需对注射部位进行常规消毒,左手提起皮肤,右手持针,针头水平刺入皮下即可注射。
一般采用5 1/2针头,不宜采用较大的针头。
2. 皮内注射皮内注射需将注射的局部脱毛、消毒,然后用左手拇指和食指按住皮肤并使之绷紧,先将针头刺入皮下,然后使针头向上挑起直至看到透过真皮为止。
注射后皮肤表面应马上出现白色橘皮样隆起,证明药液在皮内。
3. 肌肉注射肌肉注射应选择肌肉发达、无大血管通过的部位,如大鼠、小鼠和豚鼠的大腿内侧;家兔的颈椎或腰椎旁侧;猫和犬等大动物的臀部。
注射时垂直迅速刺入肌肉,回抽针栓如无回血,即可进行注射。
4. 腹腔注射腹腔注射适用于大小白鼠,左手抓住动物,使腹部向上,右手将注射针头于左(或右下腹部)刺入皮下,使针头向前推进0.5~1.0cm,再以45°穿过腹肌,固定针头,缓缓注入药液。
三、注意事项1. 注射前应对实验动物进行外观检查,确保动物健康。
2. 注射过程中应严格遵守无菌操作原则,避免感染。
3. 注射剂量应根据实验目的和动物种类进行调整。
4. 注射后观察动物的反应,如有异常应及时处理。
四、总结实验动物的注射给药法是毒理学实验中常用的给药方式,掌握不同给药方法的操作步骤和注意事项,有助于提高实验结果的准确性和可靠性。
动物实验的基本操作方法

(一)皮下注射 (二)皮内注射 (三)肌肉注射 (四)腹腔注射 (五)静脉注射 (六)淋巴囊注射 (七)经口给药 (八)其它途径给药
如呼吸道给药、皮肤给药、脊髓腔内给药、小脑延 髓池给药、脑内给药、直肠内给药、关节腔内给药等。
六、实验动物的Байду номын сангаас醉
(一)常用的麻醉剂 1、挥发性麻醉剂;2、非挥发性麻醉剂; 3、中药麻醉剂。
(五)兔的抓取固定方法
1、抓取:一般以右手抓住兔颈部的毛皮提起,然后左手托其 臀部或腹部,让其体重重量的大部分集中在左手上。
2、 固定:一般将家兔的固定分为盒式、台式和马蹄形三种。 盒式固定,适用于兔耳采血、耳血管注射等情况;若做血压
测量、呼吸等实验和手术时,则需将兔固定在兔台上;马蹄形 固定多用于腰背部,用马蹄形固定器可使兔取用背卧位和腹卧 位,所以是研究中常采用的固定方法。
(二)动物的麻醉方法 1、全身麻醉 (1)吸入法;(2)腹腔和静脉给药麻醉法 2、局部麻醉 3、麻醉注意事项 (1)静脉注射必须缓慢 (2)麻醉时需注意保温
七、实验动物采血方法
(一)小鼠、大鼠采血法 1、割(剪)尾采血 2、鼠尾刺血法 3、眼眶静脉丛采血 4、断头取血 5、心脏采血 6、颈动静脉采血 7、腹主动脉采血 8、股动(静)脉采血
(一)小鼠抓取固定方法 小鼠温顺,一般不会咬人,抓取时先用右手抓取鼠尾提
起,置于鼠笼或实验台向后拉,在其向前爬行时,用左手拇 指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤,将鼠体置于左手心中, 把后肢拉直,以无名指按住鼠尾,小指按住后腿即可。
尾静脉注射时,可用小鼠尾静脉注射架固定,先根据动物 大小选择好合适的固定架,并打开鼠筒盖,手提鼠尾巴,让动 物头对准鼠筒口并送入筒内,调节鼠筒长短合适后,露出尾巴,
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3.突变系(mutant strain)
突变系(mutant strain)是指由于遗传基因发生
突变而表现出某种遗传缺陷的品系动物。
突变系动物的共同特点是:
实例2
用动物(犬)试验研究针刺“人中穴”对血压的 影响的实验组设计: 无针刺(正常)-阴性对照组 针刺(非人中穴)-试验对照
不同处理水平
针刺人中穴-处理组
(针刺频率与强度)
实例评述(实例摘自《毒理学杂志》第20卷第4期,2006)
用动物实验研究“沙棘油对汞诱导大鼠肝肾氧化 损伤的影响”的实验组设计:
要求: ① ② ③ ④ ⑤ 缺点: ① ② ③
动物需单笼喂养; 每日需计算进食量或饮水量; 受试物应无异味,不挥发; 受试物应不与食物发生化学反应; 受试物在饲料中含量≯5%。 动物笼具需要量多; 工作量很大; 受试物剂量很难控制在所需水平;
例3:按100g体重动物每日摄食量10g计算,如何配制饲料?
常规灌胃量 小鼠 0.1ml-0.2ml/10g体重 大鼠 0.5ml-1.0ml/100g体重 兔 <100ml/2kg体重 狗 <500ml/10kg体重 最大灌胃量(见表)
灌胃方式:
1. “等体积不等浓度”灌胃 2. “等浓度不等体积”灌胃
A.等体积不等浓度药液配制
例1:按1ml/100g体重灌胃量,如何配制受试物药液? 剂量组:1000mg/kg 100mg/100g 受试物浓度:100mg/1ml 200g大鼠 2ml 10mg/1ml 2ml 1mg/1ml 2ml 100mg/kg 10mg/kg
① ② ③ ④
间。
必须饲养于半屏障环境中或屏障环境中; 饲料、饮水、垫料、笼具等均须消毒; 工作人员需更换灭菌工作服、鞋帽、口罩等后工作; 饲养环境必须能控制温度、湿度、光照强度和光照时
物种来源于SPF动物或无菌动物。
3.SPF动物(specific pathogen free animals, SPFA)
2.体重
3.性别(根据受试物用途)
4.生理及健康状况
第三节 实验效应
一、基本概念
1.实验效应(experimental effect)
是指受试因素引起受试动物机体出现出现的生物学 特征变化或改变。 分类: 量效应(graded effect) 质效应(quantal effect)
2.实验反应(experimental response)
4.无菌动物(germ free animals,GFA), 又称四级动物,指采用当前手段无法检出一切其他 生命体的动物。 悉生动物(gnotobiotic animals,GNA)
又称已知菌动物,是将已知菌植入无菌动物体内,因植入菌 类数量不同分为单菌动物、双菌动物和多菌动物。 饲养要求: ①必须饲养于隔离的无菌环境; ②饲料、饮水、笼具必须严格灭菌,确保无菌; ③饲料中的营养成分必须齐全,满足无菌动物的 需要, 特别是维生素类营养物质。
阴性对照组(生理盐水) 汞处理组(皮下注射2.5mg/kg) 沙棘油(灌胃5.0mg/kg)+汞处理组(皮下注射2.5mg/kg)
实验效应指标: 谷胱甘肽(GSH)、谷胱甘肽过氧化物酶(GSH-Px) 超氧化物歧化酶(SOD)、丙二醛(MDA)
实验设计问题分析:
用动物实验研究“沙棘油对汞诱导大鼠肝肾氧化 损伤的影响”的实验组结果:
(一) 按基因遗传学分类
1.近交系(inbred strain)
是指连续20代以上兄妹交配(BXS,brother-
sister mating)或亲子交配(PXO,Parentoffspring mating)培育而成的动物品系。 常见的近交系动物:
① 普通近交系 ② 重组近交系 ③ 同源突变近交系 ④ 同源导入近交系
饲养要求:
① ② ③ ④ ⑤ ⑥ 饲养于普通环境; 全价饲料饲养; 饮水水质应符合国家规定的生活饮水卫生标准; 饲料与垫料要消毒,室内温度与湿度能人工控制; 能防止蚊蝇等昆虫及野鼠进入; 饲养环境应定期清洁消毒。
物种来源于清洁动物或SPF动物。
2.清洁动物(clean animals,CLA) 又称二级动物,除不带有普通动物应排除的病原 体外,还不应携带对动物危害大和对科学实验干扰大 的病原体。 饲养要求:
特殊性原则
特殊性原则是指利用不同种系实验动物机体存 在的特殊结构或某些特殊反应选择解剖、生理特点 符合实验目的和要求的动物。 例如: 热源试验-家兔 呕吐试验-家犬、猴和猫 过敏性试验-豚鼠 耳毒性试验-豚鼠 观察切除甲状旁腺后的生理现象-犬
标准化原则
标准化实验动物主要是指遗传背景明确,具有 已知菌丛和模型性状显著且生物学特征隐定的动物。 例如: 许多突变品系动物具有与人类相似的疾病或缺 损。
第一节 受试因素(物)
一、剂量(Dose)
剂量含义
1.动物接触受试物的量
大 2.施加给动物的受试物量 3.进入血液中的受试物量 小 4.产生实验效应的受试物量
“外剂量” –
“内剂量” –
表示方法
1.mg/kg ---经消化道、皮肤、注射途径
2.mg/m3 (ppm)---经呼吸道 A(mg/m3)×22.4
又称三级动物,除不带有普通动物、清洁动物应排除 的病原体外,还应排除潜在感染或条件性致病的病原,以 及对科学实验干扰大的病原体。 饲养要求: ① 必须饲养于屏障系统环境中; ② 饲料、饮水、垫料、笼具等必须灭菌; ③ 操作人员必须严格执行操作规程; ④ 保种最好饲养于隔离器中。 物种来源于无菌动物或悉生动物。
近交系动物的特点:
① 基因型相同,表现型一致,近交系数大于99%; ② 对受试物反应一致,实验结果重复性好,可比性强; ③ 遗传学背景明确; ④ 抵抗力差,对营养及饲养管理条件要求高; ⑤ 不同品系具有各自明显的特性。
2.封闭群(closed colony)
它是指一个不从外界引入新的血缘,采用非近
① 突变系动物因其突变多为病态; ② 其生活能力较弱;
③ 饲养管理要求严格,繁殖保种较为困难;
④ 适用于某一疾病机制研究。
4.杂交群(hybrid stock)
杂交群(hybrid stock)又称异系杂交,它是由 两个不同的近交品系杂交而繁殖的第一代动物,又 称为杂交一代(简称F1杂交动物)。 杂交群动物的特点:
① 它不具有育种功能; ② 杂交F1代动物遗传和表现均一性好; ③ 生活适应能力较近交系动物强; ④ 具备亲代双亲的特点,应用范围大。
(二) 按携带微生物分类
1.普通动物(conventional animals,CVA) 又称一级动物。 特点:
① 不带有动物烈性传染病和人兽共患病病原体; ② 对实验的反应性较差,实验结果不可靠,仅可供 教学示范及作为预备试验之用。
是指受试因素引起受试动物出现某种质效应的个体 数在群体中所占的比率,即受试动物群体在受试因素的 作用下出现某种质效应个体的频率。或受试因素引起受 试动物出现某种量效应并达到一定程度的个体在群体中 占有的比率。
3.剂量-效应(反应)关系 (1) 剂量-效应关系(指个体或群体中的个体) ( Dose-Effect Relationship ) 指受试物的剂量与实验动物个体发生量效应 强度之间的关系。 (2) 剂量-反应关系(指群体) ( Dose-Response Relationship ) 指受试物的剂量与实验动物群体中出现某种 质效应发生率之间的关系。
B.等浓度不等体积药液配制
例2:按1ml/100g体重灌胃量,如何配制受试物药液?
剂量组:1000mg/kg 100mg/100g 受试物浓度:100mg/1ml 200g大鼠 2ml
100mg/kg
10mg/kg
100mg/1ml 0.2ml
100mg/1ml 0.02ml
(2) 喂00mg/100g
饲料中 受试物含量:400mg/10g饲料 (4%) 200g大鼠 20g饲料
400mg/kg
40mg/kg
40mg/10g (0.4%) 20g饲料
4mg/10g (0.04%) 20g饲料
三、受试物施加途径
1. 经口(胃肠道)
(1) 灌胃法 (2) 喂饲法 (3) 吞咽胶囊法。
首过效应(First pass effect):
是指受试动物机体在受试物的接触部位对受 试物的阻隔作用或生物转化作用,从而使受试物 进入血液的量小于接触量。
吸收系数(Absorption coefficient):
是指受试物被受试动物吸收入血的量与接触 量之比。
二、受试物溶液配制
溶剂和助溶剂要求
第一章 动物实验概述
动物实验基本要素:
处理因素
(研究因素) (受试因素)
受试对象
实验效应
(生物学特征改变)
(受试动物 )
实验组设计 对照组 阴性(正常)对照组 阳性(有效)对照组 溶剂(实验)对照组 ---剂量水平1 ---剂量水平2 ---剂量水平3…
处理组
对照组的意义
对照目的: 消除或减少非处理因素对实验效应的影
1.不与受试物发生化学反应; 2.不对实验效应产生影响; 3.在使用中不发生降解; 4.不影响受试物的稳定性。
常用溶剂与助溶剂:
1.溶剂: 水(生理盐水、蒸馏水等)
植物油(玉米油、橄榄油等) 2.助溶剂: 吐温-80或吐温85 羧甲基纤维素、月桂醇硫酸钠等
受试物配制方法
灌胃给药染毒的药液配制 灌胃量要求:
经济性原则
经济性原则是指尽量选用容易获得、价格便宜 和容易饲养的动物。 动物种属: 啮齿类动物-小鼠、大鼠、地鼠、豚鼠