药理实验基本操作 (2)

实验１药理实验基本操作

１。药理学实验注意事项

安全、值日．

2. 试验报告的撰写

实验报告要求结构完整、条理分明、用词规范、详略得当。

内容包含:试验题目、试验目的、实验原理、试验材料、试验方法、实验结果、讨论、结论、注意事项。

3。药理学实验设计的三大原则

重复、随机、对照。

4。药理学实验常用动物简介

4。1 常用种类:小鼠、大鼠、地鼠、豚鼠、兔、猫、犬、猴和鸡,青蛙、蟾蜍,猴和猩猩等实验动物。

①青蛙和蟾蜍易饲养,一般用其心脏，观察药物对心脏的作用;其坐骨神经腓肠肌标本可观察药物对周围神经、横纹肌或神经肌肉接头的作用,用于局麻药和肌松药的研究;

②小鼠,最常用，易大量繁殖,适用于需要大量动物的试验,如半数致死量和药物的初步筛选试验；

③大鼠，可用于不便用小鼠进行的试验,如血压试验；大鼠对炎症比较敏感,可用于观察药物的抗炎作用。大鼠无胆囊,便于通过胆管收集胆汁;大鼠也是新药进行长期毒性试验的常规动物；

④豚鼠,用于筛选平喘药和抗组胺药,抗结核药；也常用于药物主动过敏性和被动过敏性试验研究.

⑤新西兰兔，兔子的皮肤对刺激物的反应接近人，适用于观察药物对皮肤的局部作用;成年雌兔常用于避孕药研究;作用于心脏、血压、呼吸的药物，以及解热药和热源检查；眼用药物的药效学和药动学研究。

⑥猫，血压试验和止咳药物的药效和机制研究等;

⑦犬，适于慢性试验，新药临床前毒性试验,犬和猫对呕吐反应很灵敏，常用于观察药物的致吐和镇吐作用。犬也是新药进行长期毒性试验的常规动物;

⑧猴和猩猩，高级动物，接近于人类。常用于观察药物对行为的影响。新药临床前安全性评价也需要使用猴。

4.2 我国将实验动物按照微生物控制进行等级分类

①一级动物（普通动物,CV):是实验动物中微生物控制要求最低的动物.外观健康,未见异常，在开放系统内饲养和繁殖。空气未经净化,动物本身所携带的微生物状况不明确，仅要求

不能带有人畜共患的和导致动物烈性传染病的病原体。

比如市场买入的家鸽、猫等动物。?②二级动物（清洁动物，CL):在半屏障系统或屏障系统内饲养和繁殖。不带有动物传染病病原体,如小鼠肝炎病毒等。国外没有这个级别的动物。

比如试验用新西兰兔和豚鼠等。

③三级动物，即无特定病原体动物（SPF）:在屏障系统或系统内饲养和繁殖，经检验无特殊病原菌，无传染病的健康实验动物.SPF级动物来源于无菌动物或剖宫产动物，饲养于屏障系统中,体内及环境中都不存在致病性的微生物和寄生虫，属于健康无病的动物。

现在大鼠和小鼠的常用动物都需要ＳPF级。?④四级动物(无菌动物，GF）：在隔离系统内饲养和繁殖。体内外均无任何微生物和寄生虫。无菌动物来源于无菌剖宫产,然后将幼仔转移到绝对屏障系统——隔离器中,经人工哺育或无菌动物代乳饲养而成.

一般研究肿瘤药物,要用到这个级别的动物。

还有一种为悉生动物，也是在隔离系统内饲养,人为地将指定的微生物投入无菌动物体内形成的。级别位于三级和四级之间。

５。基本操作

５。1 注射器的使用方法

器材：注射器1 ml、2mｌ、5 ml;针头：4号、5号、6号。一般小鼠皮下、腹腔、肌肉注射用5.０-6号针头，静脉注射用4。5号或5号针头,口服灌胃用12号针头;大鼠与兔子用16号针头。

药品：生理盐水

试验方法：

①安装针头：选择适宜号数的针头,安装在针管的管嘴上，拧紧,要求针尖斜面与针管刻度

面一致。

②吸取药液:将针尖浸入药液中，左手持针管,右手提抽针芯,缓慢吸取药液至需要量。

③排尽气泡：将吸入药液的注射器垂直向上,先抽一下针芯,使针头内的药液进入针管，并

使针管内的空气汇集在药液上面，然后轻轻推动针芯，使空气自针头排出,直至溢出药液为止．若遇小气泡不易排出时,可再抽入空气少许,使该微量气泡汇合于抽入的空气中，然后一并排出(注意:避免将针头朝着自己或他人，防止液体喷射到人身上）。

④持注射器:

用右手拇、中二指持注射器（针管的刻度面朝上以便观察注入的药液量)。食指固定在针头与针管接头处;进针后,用食指夹住针管,拇指推动针芯注药。

用右手拇、中二指持注射器(针管的刻度面朝上以便观察注入的药液量)。无名指固定在针头和针管接头处,食指推动针芯注药。

⑤注意事项：

选择适宜的注射器及针头;

按接针头时须旋转９0度；

针头斜面与针管刻度面一致;

排尽气泡;

注射器针头按接处需用食指或无名指固定；

注射器用后须洗净,以防药液污染;

5.２常用动物的捉拿及给药方法

５。2。1 性别辨认

雌性小鼠：肛门与生殖器距离近,有阴道;

雄性小鼠肛门与生殖器距离远,有睾丸。

大鼠和新西兰兔性别辨认同小鼠。

５．２.2 动物的标记

5。2。3小白鼠

第一、捉拿法：用右手提起鼠尾，放于粗糙物（如鼠笼）面上,并向后拉,趁小鼠用力抓住粗糙面力图向前逃跑时,以左手拇指和中指捏住其两耳及头部皮肤,食指拉住头部皮肤,翻转鼠体,使腹部向上平卧于掌心内，用无名指和小指压住鼠尾而将小鼠完全固定于手中。或者拇指和食指控制右前肢和头部，其余各指抓住腹部固定。

第二、灌胃给药法：将小鼠固定后，使口部向上,将颈部拉直,使口腔与食管呈一条直线，右手持小鼠灌胃针,自口角插入口腔内，沿上颚后壁轻轻插入食管内,如插入无阻力、动物安静、无呼吸异常、口唇发钳等现象即可注入药液(若遇阻力,可抽出再插,避免穿破食管或误入气管内而致死亡).进针长度为灌胃针的二分之一到三分之一。

灌胃体积:0。1－0．2 ml／1０g,每只最大量不超过1.0 ml。

第三、皮下注射：通常选择背部皮下注射，操作时左手拇指和食指轻轻拉起背部皮肤,右手持注射针水平刺入皮下,针尖向左右摆动,易摆动说明针尖确实已经刺入皮下，然后注射药液。拔针时旋转出针,以手捏住针刺部位，防治药液外漏。

注射体积:0。１—0．3 ｍｌ/1０g。

第四、腹腔注射:左手捉拿动物,将腹部朝上,右手拿注射器，针头刺入方向与腹部呈45度角,一般由左右下腹部刺入（大腿根部连线和横膈肌之间）。为避免刺破内脏,可将小鼠头部放低,使脏器移向横隔处,勿刺入肝或膀胱。当针头刺入腹腔有空虚感时即可给药液。

注射体积：0。2 mｌ／10g，每只最大量不超过1．0 ｍl。

5。２.4大白鼠

第一、灌胃：大鼠灌胃是最常见的给药方法之一。灌胃所用的针头可以从市场上购买，操作方法和小鼠灌胃大同小异，只是由于大鼠体积较大，抓大鼠的手法和小鼠有所不同。

大鼠灌胃是在清醒状态下进行的,不需要麻醉。大鼠的灌胃针长约6～8cm,直径约1.２mm。

大鼠灌胃时，右手持灌胃注射器，左手拇指和食中二指相对,抓住大鼠颈部皮肤，使大鼠的头部和颈部及躯干呈一直线，不需要固定大鼠的尾巴,就可以实施灌胃操作了，其余的操作均和小鼠一样。

大鼠一般灌胃量为０．5-1。0 ml/100g体重,因此一般大鼠灌入２ｍl是可以的。