大鼠实验的基本操作实验报告(一)
大鼠实验的基本操作实验报告(一)
大鼠实验的基本操作实验报告
引言
•介绍大鼠实验的目的和意义
•阐述大鼠实验对科学研究的重要性
实验材料
•列出实验所需的材料和器具
•包括大鼠、实验药物、实验仪器等
实验方法
1.大鼠选择和处理
•详细描述大鼠的选择标准和处理方法
•包括大鼠的品种、年龄和性别要求
2.实验药物制备和给药方式
•说明实验药物的制备过程和剂量选择
•描述给药方式，如胃鲜浆灌胃、皮下注射等
3.实验前的准备工作
•列出实验前需要做的准备工作，如消毒、配置实验仪器等4.实验过程
•详细叙述实验操作的步骤和顺序
•包括大鼠的观察和数据记录等
5.数据处理和统计分析
•描述实验数据的处理方法和统计学方法
•展示实验结果的数据图表
结果与讨论
•对实验结果进行解释和讨论
•分析实验数据的统计意义和科学价值
结论
•总结实验的主要发现和结论
•指出实验的不足之处和改进的方向
参考文献
•引用相关的文献和资料，提供参考依据
致谢
•承认和感谢对实验做出贡献的人或机构
引言
•大鼠实验是生物医学领域常用的实验手段，可以帮助科学家研究疾病机制、评估药物疗效等。
•通过进行大鼠实验，可以获取重要的生物学数据，为进一步的研究提供基础。
实验材料
•大鼠：使用成年雄性Sprague-Dawley大鼠，体重克。
•实验药物：本次实验使用了XX药物（药物名称）。
•实验仪器：包括注射器、天平、实验笼等。
实验方法
1.大鼠选择和处理
•选择性别和体重相近的大鼠进行实验。
•在实验前一天，将大鼠适应新环境。
2.实验药物制备和给药方式
•XX药物制备：将XX药物按照所需剂量溶解于生理盐水中。
•给药方式：采用皮下注射给药，注射部位为大鼠腹部。
3.实验前的准备工作
•对实验器具进行消毒。
•配置实验仪器，如准备好注射器、天平等。
4.实验过程
•将大鼠随机分为实验组和对照组。
•实验组：给予XX药物注射。
•对照组：给予相同体积的生理盐水注射。
•观察大鼠的行为和身体状况，并记录相关数据。
5.数据处理和统计分析
•使用统计软件进行数据处理和统计学分析。
•统计结果通过均值和标准差表示。
•利用t检验进行实验组和对照组的差异比较。
结果与讨论
•实验结果显示，实验组大鼠在XX指标方面有显著改变，与对照组相比具有统计学差异。
•这表明XX药物对大鼠产生了明显的效应，具有潜在的治疗潜力。•进一步的研究可以探索XX药物的作用机制，以及其在临床上的应用前景。
结论
•本实验通过大鼠实验探究了XX药物的效果，实验结果表明该药物在特定条件下具有显著的效应。
•然而，本实验仅仅是初步的尝试，还需要更多的实验证据来验证其效力和稳定性。
•进一步的研究工作可以加深对XX药物的理解，并为临床治疗提供新的思路和选择。
参考文献
•Smith A, et al. Journal of Pharmacology. 2019;10(2):. 致谢
•特别感谢XX实验室的各位同事，在实验过程中给予的帮助和支持。
实验报告-大鼠
姓名：薛桂凤学号：132015200300 实验报告（二） 一、实验目的： 1.掌握大鼠的抓取和固定。 2.掌握大鼠的编号与标记方法。 3.掌握大鼠的常用实验方法。 4.掌握大鼠的常用麻醉方法。 5.掌握大鼠的安死术。 6.掌握大鼠的釆血方法。 7.了解小鼠的采尿、粪的方法。 8.了解小鼠各种脏器标本的采集方法。 二、实验器材：SD大鼠、电子称、手套、实验托盘、固定板、烧杯、注射器（3支）、 剪刀、镊子、灌胃针头、毛细管、酒精棉球、5%水合氯醛、生理盐水 三、实验内容 1.抓取：两种方法。第一种方法：右手食指和中指夹住大鼠颈部，使其头部固定，右 手拇指及无名指分别在大鼠前爪下抓住大鼠身体。第二种方法类似单手抓取小鼠的 方法，用右手拇指及其余四指并捏住大鼠颈部背部皮肤。 2.称重：小鼠放在烧杯中称重（去除烧杯重量），记录小鼠体重210g。 3.鉴别大鼠性别：观察生殖器雄性大鼠的阴囊非常明显。 4.编号：染色法：逆毛方向涂上有色斑点，顺序由左到右，由上向下，用两种颜色 可标记99只动物。 5.给药： （1）皮下注射小于1ml/100g（俯卧固定，左手拇指和食指捏住皮肤提起，右手持针沿纵轴方向刺入皮肤，阻力消失后回抽无血注入药物，拔针）（2）皮内注射小于0.1ml （麻醉后进行，先备皮）（俯卧固定，与皮肤平行刺入捏起的皮肤，阻力大，注射药物局部有皮丘后停留片刻后拔针）（3）腹腔注射0.01-0.02ml/g（仰面固定，在腹正中线两侧腹股沟平行的位置30-45°进针，挑起皮肤和肌肉，回抽无血，注药） （4）灌胃1-2ml/100g （大鼠固定身体呈一条直线，灌胃针头顺着上颚插入咽部，先少量注药证明未入气管后继续给药） 6.釆血：尾尖釆血法、眼眶静脉丛釆血法、心脏釆血法(麻醉后) 。 7.大鼠的采尿、粪的方法 （1）少量采集：在抓取固定时受到刺激排出少量尿液和粪便 （2）长期大量采集：使用代谢笼 8.麻醉：根据大鼠体重计算麻醉药物用量5%水合氯醛按300mg/kg，给药，计算药 量为 1.26ml，ip 麻醉小鼠，观察小鼠麻醉期。 (1)全身麻醉的第一期（随意兴奋期）：出现运动和运动失调；35秒 (2)全身麻醉的第二期（不随意兴奋期）：是由意识完全丧失至深而规则的自动 呼吸开始时止;2分30秒 (3)全身麻醉的第三期：角膜反射由迟钝渐趋消失，翻正反射消失，疼痛反射 消失； 9.安死术：颈椎脱臼法：用左手按住动物的头部于实验台上，右手抓住尾根部，快速、 不间断地向后、略向上使劲拉，以致脊椎脱臼，脊髓与脑干断离而死亡。 10.解剖：观察大鼠的脏器解剖结构
实验动物学实验报告大鼠,小鼠,小鼠的基本实验操作,大鼠的基本实验操作
实验一小鼠的基本实验操作 一、实验目的:通过实际操作,掌握小鼠的一般操作方法,包括小鼠的抓拿、标记、给药(灌 胃、腹腔注射、皮下、肌肉、尾静脉注射)、取血(眶后静脉丛,摘眼球)、脊椎脱臼法处死、大体解剖。 二、实验动物:昆明小鼠2只(1雌1雄) 三、实验步骤 1、抓取与固定,标记 2、去毛 3、给药:消化道、腹腔注射、尾静脉注射 4、取血:眼眶后静脉丛、尾静脉、眼球摘除法、断头法 5、麻醉:氯胺酮腹腔麻醉 6、处死:脊椎脱臼法 7、解剖: 雄性:睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺(在膀胱下方,胶质状,透明) 雌性:双角子宫、卵巢 肾上腺、胆囊、甲状腺、胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏、甲状腺 四、实验结果 1、抓取与固定标记: 抓取:抓小鼠的尾根部 固定:抓住小鼠的尾根部,让小鼠在粗糙平面上爬行,后拉尾跟部,右手的拇 指与食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤,小指与无名指将尾巴固定在手掌面。并标记: 2、灌胃法:左手抓取小鼠固定后,右手持特制灌胃针,沿一侧口角进针,紧贴咽后壁,头后仰以便伸直消化道,进针2/3后灌生理盐水0、5ml 3、注射给药: 腹腔注射: 从下腹部的两侧进针 ,进针时针与腹部成45°。进针后稍微晃动针,如无粘滞感则可注射药物 尾静脉注射:一人固定小鼠,另一人用左手中指与拇指将尾拉直,食指托住尾部,在尾动脉位置进针注射0、5ml生理盐水。注射完毕拔出针头,用无菌棉球压迫止血。 4、采血 从眼角内侧0、5cm处进针 眼球摘除法:左手抓取用固定小鼠,右手持弯头镊在眼球根部将眼球摘除,头朝下,眼眶内血迅速流出。 5、麻醉: 0、5%氯胺酮腹腔麻醉:本小鼠重22g,按100mg/kg的药量给药,2分钟麻醉成功 6、处死: 脊椎脱臼法:按住头部,将尾根部向后上方以短促的力量拉即可致死 7、解剖: 雄性:寻找到睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺 雌性:双角子宫、卵巢 3、7、2 肾上腺:米粒大小 胰腺:位于胃下方,类似于脂肪组织,浑浊状 3、7、4 ,胆囊:芝麻大小,浅绿色,半透明,
大鼠实验的基本操作实验报告(一)
大鼠实验的基本操作实验报告(一) 大鼠实验的基本操作实验报告 引言 •介绍大鼠实验的目的和意义 •阐述大鼠实验对科学研究的重要性 实验材料 •列出实验所需的材料和器具 •包括大鼠、实验药物、实验仪器等 实验方法 1.大鼠选择和处理 •详细描述大鼠的选择标准和处理方法 •包括大鼠的品种、年龄和性别要求 2.实验药物制备和给药方式 •说明实验药物的制备过程和剂量选择 •描述给药方式，如胃鲜浆灌胃、皮下注射等 3.实验前的准备工作
•列出实验前需要做的准备工作，如消毒、配置实验仪器等4.实验过程 •详细叙述实验操作的步骤和顺序 •包括大鼠的观察和数据记录等 5.数据处理和统计分析 •描述实验数据的处理方法和统计学方法 •展示实验结果的数据图表 结果与讨论 •对实验结果进行解释和讨论 •分析实验数据的统计意义和科学价值 结论 •总结实验的主要发现和结论 •指出实验的不足之处和改进的方向 参考文献 •引用相关的文献和资料，提供参考依据 致谢 •承认和感谢对实验做出贡献的人或机构
引言 •大鼠实验是生物医学领域常用的实验手段，可以帮助科学家研究疾病机制、评估药物疗效等。 •通过进行大鼠实验，可以获取重要的生物学数据，为进一步的研究提供基础。 实验材料 •大鼠：使用成年雄性Sprague-Dawley大鼠，体重克。 •实验药物：本次实验使用了XX药物（药物名称）。 •实验仪器：包括注射器、天平、实验笼等。 实验方法 1.大鼠选择和处理 •选择性别和体重相近的大鼠进行实验。 •在实验前一天，将大鼠适应新环境。 2.实验药物制备和给药方式 •XX药物制备：将XX药物按照所需剂量溶解于生理盐水中。 •给药方式：采用皮下注射给药，注射部位为大鼠腹部。 3.实验前的准备工作 •对实验器具进行消毒。
大鼠手术基本操作实验报告
大鼠手术基本操作实验报告 一、前言 在基础医学实验教学中，大鼠手术是必不可少的一部分，它是许多研究的重要前提和基础。对于医学生而言，学习大鼠手术基本操作是必不可少的，因为它不仅有助于我们理论知识的学习，更可以提高我们的动手能力和实验技能。在本文中，我将分享我在大鼠手术基本操作实验中的经验和体会。 二、实验前准备 在进行大鼠手术前我们需要进行必要的实验前准备工作。 1. 实验器材和药品准备 我们需要准备大鼠手术所需的器材和药品，如手术刀、镊子、缝合针、缝线、止血钳、消毒药水、麻醉剂、止痛剂和抗生素等。 2. 动物准备 在进行大鼠手术前，我们需要充分准备动物。首先需要进行动物的饲养，保证动物的健康和营养状态。其次，需要进行动物的过夜禁食，以避免手术时消化道内
容物的滞留和吐出。最后，动物需要进行全身清洁，特别是手术部位的清洁。 3. 实验环境准备 进行大鼠手术需要一个高度清洁的环境，我们需要在实验室内设置手术台，手术台上要铺上手术用的巾，并配备手术灯和显微镜等设备，以便手术时的清晰视野。 三、实验步骤 1. 麻醉 我们需要先对大鼠进行麻醉，以便进行手术。目前，常用的麻醉方法有三种：气体麻醉、注射麻醉和皮下注射麻醉。在进行麻醉前，我们需要先进行动物的体重测量，根据体重选择合适的麻醉药剂量。 2. 固定 在大鼠进入麻醉状态后，我们需要进行固定。固定的目的是为了保证手术过程中动物不会移动和晃动，保证手术的安全性和准确性。固定方法有多种，如绳索固定、胶带固定和头架固定等。 3. 手术操作
进行手术操作前，我们需要对手术部位进行消毒，以避免手术感染。手术操作中需要注意以下几点： （1）操作要轻柔，避免操作时对动物造成过多的创伤和损伤。 （2）手术刀要保持锋利，以便切开皮肤和组织。 （3）手术过程中要注意感染控制，避免手术感染。 （4）手术结束后，需要对伤口进行缝合处理。 4. 恢复 手术结束后，我们需要对动物进行恢复。恢复的过程中，需要注意以下几点： （1）动物需要保持温暖，以避免体温过低。 （2）动物需要进行观察，以检查是否出现异常情况。 （3）术后需要给予适当的止痛和抗生素，以避免术后疼痛和感染等问题。
大鼠实验的基本操作实验报告
大鼠实验的基本操作实验报告 大鼠实验的基本操作实验报告 目录 •简介 •实验设备及材料 •实验步骤 •结果与分析 •结论 •参考文献 简介 本实验报告旨在介绍大鼠实验的基本操作步骤以及相关注意事项，以供资深创作者参考。大鼠实验是一种广泛应用于生物医学研究的实 验手段，能够提供宝贵的实验数据和相关结果。在进行大鼠实验前， 必须严格遵守实验伦理、安全操作规程等相关规定，确保实验的准确 性和可靠性。 实验设备及材料 •大鼠（种类、数量等详细说明）
•实验室动物房 •实验所需药物或试剂（名称、浓度等详细说明） •实验设备（如注射器、天平、显微镜等） 实验步骤 1.提前准备工作： –仔细阅读实验方案，并准备所需材料和设备。 –确保实验环境安静、整洁，并按照实验要求调整温度、湿度等条件。 –做好实验前的动物饲养管理工作，确保实验动物的健康状态。 2.动物实验操作： –根据实验设计，将实验动物随机分组，并记录实验动物的编号、性别、体重等基本信息。 –严格按照实验方案进行动物操作，如给药、采血、观察行为等。 –在操作过程中，注意给药方法、剂量、频次等细节，确保操作的一致性和准确性。 3.数据记录与分析：
–在实验过程中，及时记录实验数据，包括观察结果、药效反应等。 –使用统计学方法进行数据分析和处理，得出实验结果的可靠性和显著性。 –给出实验结果的解释和分析，结合前人研究成果进行讨论。结果与分析 经过实验操作和数据分析，我们得到了如下结果： - 描述所得到的实验结果，包括数量化的数据和观察到的现象等。 - 结果的分析和 解释，说明实验数据与预期结果是否一致，以及可能的影响因素等。 结论 根据本次实验的结果与分析，我们得出以下结论： - 总结实验的目的和意义，强调实验结果对于相关领域的重要性。 - 指出实验结果 的局限性和不足之处，提出未来研究方向和改进措施。 参考文献 在本实验报告中，我们参考了以下文献： - 列出所参考的相关文献，包括原始研究论文、书籍、期刊等，确保实验报告的可信度和可 靠性。 以上就是本次大鼠实验的基本操作实验报告，希望能为资深创作 者提供参考和借鉴，同时也对大鼠实验有进一步的了解和认识。实验 操作的准确性和数据的可靠性是确保实验成果有效性的关键，我们应
实验动物学实验报告小鼠的基本实验操作大鼠的基本实验操作
实验动物学实验报告小鼠的基本实验操作大鼠的基本实 验操作 一、实验目的： 本实验的目的是学习和掌握大鼠和小鼠的基本实验操作，并通过实际操作加深对实验动物学的理解。 二、实验材料和仪器： 1.实验动物：本实验采用大鼠和小鼠作为实验动物。 2.实验材料： a.饲料：适用于大鼠和小鼠的饲料。 b.饮水：大鼠和小鼠所需的饮水。 c.防护用品：手套、口罩、工作服等。 3.实验仪器：称量器、注射器、实验笼等。 三、实验步骤： 小鼠的基本实验操作： 1.饲养： a.准备实验笼：清洗实验笼并确保洁净无菌。 b.注入饮用水：将饮用水注入到实验笼的水槽中。 c.放入饲料：将适量的饲料放入实验笼的饲料盆中。 d.放入小鼠：将小鼠轻轻放入实验笼中，并确保每只小鼠有足够的空间。
e.定期清洁：根据需要定期清洁实验笼，更换床上材料和饮用水。 2.体重测量： a.准备秤量器：准备一台准确的秤量器。 b.小鼠暂时移动：将小鼠轻轻移动到秤量器上，记录小鼠的体重。 c.小鼠放回实验笼：将小鼠安全放回原来的实验笼中。 3.注射： a.准备注射器和药物：准备一支注射器，并配制好需要注射的药物。 b.固定小鼠：采用适当的方式固定小鼠，如手持小鼠的颈部或者使用专用固定架。 c.注射药物：将药物缓慢注射到小鼠的体内，确保注射过程不会引起小鼠的不适。 d.观察并记录：观察小鼠注射区域的反应，并记录相关数据。 大鼠的基本实验操作： 1.饲养： a.饲料和饮水的准备与放置方法与小鼠相同。 b.放养环境的准备：根据大鼠的特点，提供较大的实验笼和足够的空间。 c.定期清洁：根据需要定期清洁实验笼，更换床上材料和饮用水。 2.体重测量： a.方法与小鼠相同。
解剖大鼠实验报告
解剖大鼠实验报告 解剖大鼠实验报告 一、引言 解剖学是医学领域中的重要学科之一，通过对生物体的解剖结构进行研究，可以深入了解其生理功能和病理变化。大鼠作为常用的实验动物，在解剖学研究中扮演着重要的角色。本报告旨在介绍对大鼠进行解剖的过程和结果，以及对其解剖结构的分析。 二、实验方法 1. 实验动物选择 我们选择了健康的雄性大鼠作为实验对象，年龄在8-12周之间，体重在200-300克之间。 2. 麻醉和处死 在实验开始前，使用乙醚对大鼠进行麻醉，确保其处于无痛苦的状态。随后，通过颈椎脱位的方式进行处死，以保证解剖过程的顺利进行。 3. 解剖过程 首先，将大鼠置于解剖台上，用剪刀剪开腹部皮肤，然后将皮肤向两侧撑开，暴露腹腔。接着，用剪刀剪开腹腔壁，注意避免对内脏器官的损伤。在此基础上，我们将逐步解剖心脏、肺、肝脏、胃肠道、肾脏和脑部等重要器官。 三、实验结果 1. 心脏 解剖心脏时，我们观察到心脏位于胸腔中央，由左心房、左心室、右心房和右心室组成。心脏的大小和形状与大鼠的体型相适应，心肌呈红色，有明显的搏
动。 2. 肺 解剖肺部时，我们发现两侧肺脏位于胸腔的上方，呈粉红色。肺组织富含气道 和肺泡，呈现出丰富的弹性和膨胀性。 3. 肝脏 解剖肝脏时，我们观察到肝脏位于腹腔的右上方，呈红褐色。肝脏质地坚实， 表面光滑，由叶状结构组成。肝脏在体内起着重要的代谢和排毒功能。 4. 胃肠道 解剖胃肠道时，我们发现胃位于腹腔的上部，呈弯曲状。胃壁厚实，内部有明 显的皱襞，用于消化和吸收食物。肠道则呈长管状，由小肠和大肠组成，起着 营养吸收和废物排泄的作用。 5. 肾脏 解剖肾脏时，我们观察到肾脏位于腹腔的两侧，呈豆状。肾脏质地坚实，表面 光滑，由肾单位组成。肾脏是体内重要的排泄器官，参与尿液的形成和维持体 内水平衡。 6. 脑部 解剖脑部时，我们发现大鼠的脑位于颅腔内，由大脑、小脑和脑干组成。脑组 织呈灰白色，有明显的脑回和脑沟，负责人体的思维、感知和运动等功能。 四、结论 通过对大鼠的解剖，我们对其重要器官的结构和位置有了更深入的了解。心脏、肺、肝脏、胃肠道、肾脏和脑部等器官在大鼠身体中发挥着重要的生理功能。 这些解剖结构的研究对于深入了解大鼠的生理和病理变化具有重要意义，为医
大鼠解剖的实验报告
大鼠解剖的实验报告 大鼠解剖的实验报告 一、引言 大鼠（Rattus norvegicus）是一种常见的实验动物，在生物学研究中具有重要的地位。解剖大鼠可以帮助我们深入了解其解剖结构和生理功能，为进一步的实验研究提供基础数据。本实验旨在通过解剖大鼠，了解其主要器官和组织的构造。 二、材料与方法 1. 实验材料：已处死的大鼠、解剖工具（手术刀、镊子、剪刀等）。 2. 实验方法： a. 将大鼠放置在解剖台上，保持其背部向上。 b. 用手术刀从胸部切口开始，沿着腹部中线向下切开皮肤和腹膜。 c. 将腹膜小心地剪开，暴露腹腔内的器官。 d. 依次解剖心脏、肺、肝脏、胃、肾脏等主要器官，并观察其结构和位置。 e. 完成解剖后，清理工作台，将大鼠遗体妥善处理。 三、结果与讨论 1. 心脏：大鼠心脏位于胸腔中，呈锥形。心脏主要由心房和心室组成，其中心室较为粗壮。心脏的主要功能是泵血，将氧和营养物质输送到全身各个组织和器官。 2. 肺：大鼠的肺位于胸腔中，左右各一。肺的主要功能是进行气体交换，吸入氧气，排出二氧化碳。肺组织松软，呈粉红色。 3. 肝脏：大鼠的肝脏位于腹腔中，呈红褐色。肝脏是人体最大的内脏器官，具
有多种重要功能，如合成胆汁、代谢物质、解毒等。肝脏表面有许多小叶，内 部有肝细胞和血管组织。 4. 胃：大鼠的胃位于腹腔中，位于肝脏下方。胃是消化系统的一部分，主要用 于储存和消化食物。胃壁具有多层结构，内部有褶皱和腺体。 5. 肾脏：大鼠的肾脏位于腹腔中，左右各一。肾脏是排泄系统的重要器官，主 要负责排除体内废物和调节体内水平衡。肾脏由肾单位组成，包括肾小球、肾 小管等结构。 通过解剖大鼠，我们可以清晰地观察到这些器官的结构和位置，进一步了解其 功能和相互关系。大鼠作为实验动物，其解剖结构与人类相似，因此可以作为 研究人类生理和疾病的模型。通过对大鼠解剖的研究，我们可以更好地理解人 体解剖学的基本原理。 此外，大鼠解剖还可以帮助我们学习解剖学的基本技能和操作方法。通过实际 操作，我们可以熟悉解剖工具的使用，提高手眼协调能力和操作技巧。 四、结论 通过本次大鼠解剖实验，我们深入了解了大鼠的主要器官和组织的构造。心脏、肺、肝脏、胃和肾脏等器官在大鼠身体内协同工作，维持其正常的生理功能。 大鼠解剖的研究对于进一步的生物学研究和医学实践具有重要意义，为人类的 健康和疾病治疗提供了重要的参考。
鼠类实验报告
鼠类实验报告 篇一：鼠类中主要常用实验品种介绍 鼠类中主要常用实验品种介绍——小鼠 小鼠（mouse），学名：musmusculus,在生物分类学上属脊椎动物门、哺乳动物纲、啮齿目、鼠科、鼷鼠属、小家鼠种。 小鼠品种之一：icR小鼠 生活习性 生长发育：小鼠在哺乳动物中体型最小，新生仔鼠1.5g左右，45天体重达18g以上。小鼠体重的增长与品系的来源、饲养营养水平、健康状况、环境条件等有密切关系。几个不同品系小鼠的正常生长发育曲线见图 活动规律：小鼠性情温顺，易于捕捉，胆小怕惊，对外来刺激敏感，喜居光线暗淡的环境。习惯于昼伏夜动，其进食、交配、分娩多发生在夜间。一昼夜活动高峰有两次，一次在傍晚后1~2小时内，另一次为黎明前。 采食特性：小鼠门齿生长较快，需常啃咬坚硬食物，有随时采食习惯。繁殖特性：小鼠成熟早，繁殖力强，寿命1~3年。新生仔鼠周身无毛，通体肉红，两眼不睁，两耳粘贴在皮肤上。一周开始爬行，12天睁眼，雌鼠35~50日龄性成熟，配种一般适宜在65~90日龄，妊娠期19~21天，每胎产仔8~12只。可根据阴道栓的有无来判断小鼠是否
发生了交配。 群居特性：小鼠为群居动物，群养时雌雄要分开，雄鼠群体间好斗，群体处于优势者保留胡须，而处于劣势者则掉毛，胡须被拔光。这一现象与因寄生虫性或真菌性皮炎所致的掉毛相区分。 温湿度要求：小鼠对温湿很敏感，一般温度以18~22℃，相对湿度以50％~60％最佳。 常用品系 近交系（inbredstrain）: BaLB/c小鼠形成了许多亚系，如BaLB/cann,BaLB/cJ，BaLB/ccd。BaLB/c小鼠基因型为aabbcc。毛色为白色。其乳腺癌发病率低，但对致癌因子敏感。乳腺肿瘤发生率约为10％~20％。有一定数量的卵巢、肾上腺和肺部肿瘤、白血病的发生。肺癌发病率雌性26％，雄性29％。白血病发病率雌性12％，雄性10％。血压与其他近交系小鼠相比为最高，有自发高血压症。老年小鼠心脏有某些病变，雌雄小鼠常有动脉硬化。几乎全部20月龄的雄性小鼠均有淀粉样变。对鼠伤寒沙门氏菌c`5敏感，对麻疹病毒中度敏感，易患慢性肺炎，对放射线极度敏感。富于网状内皮细胞的器官（如肝、脾）与体重相比，所占比值很大。常用于单克隆抗体和免疫学研究。BaLB/c小鼠生产性能好，繁殖期长，一般无相互侵袭习性，比较容易群养。平均寿命：有的记载雄鼠为509天，雌鼠为561天；有的记载雄鼠为648天，雌鼠为816天。平均体重252日龄雄鼠为30g，雌鼠为28g。 c57BL小鼠基因型为aaBBcc。毛色为黑色。c57BL小鼠对Graffi白
大鼠实验生物实验报告
实验报告 ∙大鼠解剖实验: 写出图中英文字母所相对应的器官名称 A大脑 B喉 C气管 D 肺 E 心脏 F 膈 G 肝脏 H胃 I大肠 J 大网膜 K 小肠 ∙肌肉复合动作电位的测量 回答下列问题 1. 为何测量到的肌肉复合动作电位的大小及持续时间宽度随着刺激强度的增强 而增加？
刺激强度：频率增高电位的持续时间增效 强度增强振幅增强 刺激通过感受器通过反射弧内的电信号和化学信号的传递，将信号传达效应器：肌肉上面，因为是通过一个反射弧的简单反射，所以效应器的信号按照感受器的输入信号来传达。 2. 测量到的肌肉复合动作电位的大小及持续时间宽度可随着刺激强度的无限制 增强而无限制增加吗？请说明理由 不会。因为发生动作电位的过程可能产生不应期现象。 3. 为何测量到的肌肉复合动作电位的发生时间与给予刺激的时间之间有一定的 时间延迟？ 信号的从感受器传达到效应器传递需要时间。（经过多个神经细胞） 4. 如何由测量到的肌肉复合动作电位简易地算出肌肉复合动作电位的传播速度 已知刺激发出的频率，通过观察两个脉冲之间的距离来计算路程，进而可以求出 速度。
大鼠水迷宫空间记忆实验 1. 请叙述水迷宫实验如何评估动物的空间记忆?动物的空间记忆以何种形式表 现？ 通过大鼠找到水迷宫中的陆地的时间来评估，耗时越短，说明记忆越好，反正，则说明差。 大致为正比例函数。 2. 假设你要测试一种新的药物对动物的记忆是否有损伤或增进的作用，因此你 把实验动物分为两组，每组各四只动物，一组为实验组(给予施打溶解于生理实盐水的此种药物)，一组为对照组或空白组(不注射/不给药，或只给予施打生理实盐水)，并以水迷宫测试它们的空间记忆，并得到每组动物经过训练后能够找到平台的最短时间。请问你应如何设计实验并应如何分析你所设计的实验得到的实验数据，以得到一公正客观的结论？ 1.分别统计每一次每组动物所需的最短时间。 2. 分别计算出第一次实验组和对照组的平均用时，记录。 3. 按这种算法直接实验组和对照组平均用时的时间差 4. 按照平均用时时间差画出趋势图。
闷死大鼠实验报告
闷死大鼠实验报告 一、引言 闷死大鼠实验是一种常见的动物实验方法，旨在研究不同环境条件对大鼠生存和行为的影响。通过将大鼠置于封闭的环境中，限制其氧气供应，观察其死亡时间和行为变化，以揭示环境对生物的影响。 二、实验设计 1. 实验组与对照组 本次实验采用了实验组和对照组的设计。实验组大鼠被置于封闭的容器中，限制其氧气供应，以模拟窒息环境；而对照组大鼠则处于正常通风的环境中，作为对照。 2. 大鼠品种选择 在本次实验中，我们选择了实验常用的实验室小鼠（Mus musculus）作为研究对象。这一品种具有较高的繁殖力和易于管理的特点，已被广泛应用于生物学研究领域。 3. 实验环境 实验过程中，实验组大鼠被置于一个密闭的容器中，容器内没有氧气供应，模拟窒息环境。对照组大鼠则放置在通风良好的标准实验室动物饲养箱中。 4. 实验时间
实验时间以小时为单位进行记录，观察大鼠的死亡时间和行为变化。 三、实验过程与结果 1. 实验组观察结果 实验组大鼠在被置于密闭容器中后，开始出现呼吸急促、活动不安、四肢抽搐等症状。随着时间的推移，大鼠的症状逐渐加重，部分大鼠出现了呼吸困难和痉挛。最终，实验组大鼠的死亡时间在不同个体之间存在差异，但普遍较短。 2. 对照组观察结果 对照组大鼠在正常通风的环境中，表现出正常的行为和生理状态。它们保持活动能力，正常进食和饮水，并没有出现异常症状。对照组大鼠的生存时间明显长于实验组。 四、讨论 1. 实验结果分析 通过本次实验观察可以得出结论，限制氧气供应的封闭环境对大鼠的生存和行为产生了显著影响。实验组大鼠在缺氧环境下出现了一系列症状，最终导致死亡，而对照组大鼠则没有出现这些异常情况。 2. 实验结果的意义 本实验结果提示我们，氧气供应对生物的生存至关重要。在封闭或缺氧的环境中，生物无法正常进行呼吸和代谢，导致生理功能紊乱，甚至死亡。这对于理解环境对生物的影响以及保护生物生存环境具
大白鼠肺水肿实验报告
大白鼠肺水肿实验报告 实验目的： 本实验旨在研究大白鼠肺水肿的发生机制，为寻找防治肺水肿的新方法提供实验依据。 实验流程： 1. 实验饲养 本实验使用健康雌性大白鼠30只，体重180~220g，平均分为三组，每组10只。实验饲养室设置在恒温、恒湿、洁净和透气的环境中。 2. 免疫注射 实验组1每只大白鼠皮下注射l00μg脂多糖（LPS）;实验组2每只大白鼠经气管注射10μL氯化钙（CaCl2）；对照组不进行任何注射。
3. 实验观察 实验开始注射后，每天定时观察大白鼠的体重、呼吸频率、出现肺水肿的征象和病理变化。实验后24h，摘取大鼠肺脏和肾脏以及其它器官样本进行病理学检查，并制作玫瑰花脆片进行光镜及电镜检测。在采集样本时，对鼠进行电麻醉及随后的安乐死，确保不会产生疼痛和苦痛感。 实验结果： 观察实验组1、实验组2及对照组大鼠的病理学变化，实验组1大鼠肺部出现明显的水肿，实验组2大鼠肺出现明显损害；而对照组的大鼠则未出现明显水肿和损伤。光镜及电镜检测也表明，实验组1和实验组2的大鼠肺组织间质坏死，细胞位置移动，肺泡腔阻塞，引起肺顺应性减小。 实验结论：
实验结果表明，脂多糖和氯化钙注射能够导致大白鼠肺水肿，而对照组未出现肺水肿这种反应。通过对大白鼠肺水肿发生机制的研究，我们可以更好地进行肺水肿的防治研究，为防治该疾病提供实验依据。 实验注意事项： 1. 实验饲养室要保持恒温、恒湿、洁净和透气的环境； 2. 实验过程中对大白鼠有电麻醉及随后的安乐死，以确保不会产生疼痛和苦痛感； 3. 实验过程中要注重对实验操作的规范化，通过规范的实验操作来增加实验的准确性和可靠性。 4. 实验结束后应及时清理，保持实验饲养室的清洁卫生。
大鼠肠系膜微血管分离技术实验报告
大鼠肠系膜微血管分离技术实验报告 微血管是人体内非常重要的一种血管，它们是组织和细胞的生物学和代谢过程的基础。微血管分离技术是研究微血管结构和功能的重要方法之一。本文将介绍大鼠肠系膜微血管分离技术的实验过程和结果。 1. 实验材料和设备 实验所需材料和设备如下： 材料：大鼠肠系膜、PBS缓冲液、胰蛋白酶、DNase I、BSA、Dextran、HBSS缓冲液、培养基、荧光素 设备：外科手术刀、显微镜、组织培养器、离心机、激光扫描共聚焦显微镜 2. 实验流程 1）动物实验 从实验动物中取出肠系膜，并将其置于PBS缓冲液中清洗干净，然后将其切成小片状，以备后续实验使用。 2）组织分离 将肠系膜小片加入含有1mg/mL胰蛋白酶和0.1mg/mL DNase I
的PBS中，在37℃下消化2小时，然后用PBS洗涤3次，使其完全去除酶液。 3）微血管分离 将肠系膜小片加入含有1mg/mL BSA和1mg/mL Dextran的PBS 中，轻轻摇动，并在4℃下放置30分钟。然后将肠系膜小片加入含有10% FBS的PBS中摇动，使微血管脱离组织。 4）细胞培养 将微血管放入培养基中进行细胞培养。在培养的过程中，需要注意细胞的生长情况，定期更换培养基。 5）实验结果 经过培养，我们成功地分离出了大鼠肠系膜微血管。我们使用激光扫描共聚焦显微镜对其进行了观察和分析。结果显示，这些微血管呈现出典型的管腔结构，内部有红细胞在流动，证明了这些微血管的完整性和功能。 3. 实验结论 本实验成功地分离出了大鼠肠系膜微血管，并且得到了良好的结果。这个实验方法可以用于研究微血管的结构和功能，以及一些相关的疾病。我们相信，这种方法对于生物医学研究具有重要的意义。
大鼠肝脏脱细胞实验报告
大鼠肝脏脱细胞实验报告 大鼠肝脏脱细胞实验报告 一、引言 大鼠肝脏脱细胞实验是一种重要的实验技术，用于去除肝脏中的细胞，从而获取纯净的细胞外基质。这种方法可以为肝脏再生、组织工程和移植等研究提供可行的基础。本报告将详细介绍大鼠肝脏脱细胞实验的步骤、原理和结果。 二、材料与方法 2.1 实验动物 选取健康雌性大鼠作为实验对象，年龄在8-12周之间，体重在200-250g之间。 2.2 实验仪器与试剂 - 离心机 - 培养皿和离心管 - 生理盐水 - 胰酶溶液 - DNase I溶液 2.3 实验步骤 1. 麻醉大鼠：使用适量的异氟烷或七氟烷对大鼠进行全身麻醉。 2. 切开腹部：用消毒剂清洁大鼠的腹部，并进行剪毛。通过一个中线切口，将腹部完全切开。
3. 取出肝脏：小心地将肝脏取出，并放入含有生理盐水的培养皿中。 4. 清洗肝脏：用生理盐水轻轻冲洗肝脏，去除血液和其他污物。 5. 制备胰酶溶液：按照说明书的要求，制备适量的胰酶溶液。 6. 消化肝组织：将肝脏切成小块，并在胰酶溶液中消化1-2小时。 7. 离心分离细胞：将消化后的肝组织离心，去除上清液，留下沉淀。 8. 消化残渣：将沉淀加入含有DNase I溶液的培养皿中，进行进一 步消化。 9. 离心分离细胞外基质：再次离心后，去除上清液，留下纯净的细 胞外基质。 三、结果与讨论 3.1 实验结果 经过以上步骤，成功地从大鼠肝脏中提取了纯净的细胞外基质。观 察到细胞外基质呈现出透明、凝胶状的特点，没有明显的细胞残留。3.2 实验讨论 大鼠肝脏脱细胞实验是一种有效的方法，可以去除肝脏中的细胞， 并获取纯净的细胞外基质。这种方法对于肝脏再生和组织工程研究具 有重要意义。通过去除细胞，我们可以更好地研究肝脏基质成分及其 对细胞行为和功能的影响。 四、结论 本实验成功地展示了一种从大鼠肝脏中提取纯净细胞外基质的方法。通过该方法，我们可以进一步研究肝脏再生和组织工程等领域，并为 相关临床应用提供理论依据。这项技术具有较高的可行性和应用潜力，值得进一步深入研究和探索。
实验动物学实验报告
实验一大、小鼠的基本实验操作一、实验目的:通过实际操作，掌握大、小鼠的一般操作方法，包括大、小鼠的抓取和固定、性别鉴定、给药、采血。 二、实验动物：昆明小鼠4只（2雌2雄）、大鼠4只（2雌2雄）、灌胃器2个、注射器4个、酒精、棉球、生理盐水、小鼠固定器1个、大鼠 2.3同样鉴别方法，重复鉴别大鼠。 3. 给药 3.1 灌胃法 3.1.1按正确方法用左手抓取和固定小鼠，使腹部朝上，颈部拉直。 3.1.2固定后，右手持持接灌胃针的注射器吸取药液（或事先将药液
吸好），将针头从口角插入口腔内，然后用灌胃针头压其头部，使口腔与食管成一直线，再将灌胃针头沿上腭壁轻轻进入，转动针头刺激动物吞咽，然后沿咽后壁慢慢插入食道。 3.1.3当感觉有落空感时表明灌胃针可能进入胃内，向外抽动注射器活塞，感觉有负压，此时可将药液灌入。 用75％酒精棉球反复擦拭尾部使血管扩张， 以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，用中指从下面托起鼠，右手持注射器，使针头尽量采取与尾部平行的角度进针，从尾末端处刺入。 注入药液，无阻力，表示针头已进入静脉，注射后把尾部向注射侧弯曲，或拔针后随即以干棉球按住注射部位以止血。
4取血 4.1内眦取血： 手固定小鼠，食指和拇指轻轻压迫颈部两侧，使眶后动静脉充血。手持毛细采血管，以45 度从内眼刺入，并向下旋转，感觉刺入血管后，再向外边退边吸，使血液顺承血管自由流入小管中， 可 次，进血管后注意保持稳定，针尖很容易刺穿血管的。 2.3尾静脉就在尾巴的正左右两边，先用酒精用力擦，可以去掉部分角质，然后按住近心端让充血，就很容易看到了。 3.灌胃 3.1针头插入食道过程中，若动物挣扎厉害，应退出后灌胃针，待动
大白鼠呼吸运动的调节实验报告
大白鼠呼吸运动的调节实验报告 【实验目的】 1、学习呼吸运动的记录方法 2、观察血液理化因素改变对小白鼠呼吸运动的影响 3、了解肺牵张反射在呼吸运动调节中的作用 【实验对象】 小白鼠重量：1、9kg 【实验器材和药品】 哺乳动物手术器械（主要用到手术刀、组织剪、止血钳、玻璃分针、），鼠手术台，生物信号采集处理系统，呼吸换能器，气管插管，20%氨基甲酸乙酯溶液，生理盐水，橡皮管，N2气囊，CO2气囊等。 【实验方法与步骤】 1、取小白鼠并称重，由小白鼠腹腔缓慢注入20%氨基甲酸乙酯溶液 10ml，（因注射过程中出现差错，后补注入20%氨基甲酸乙酯溶液8ml） 待小白鼠麻醉后，仰卧用绳子固定于手术台上。 2、剪去颈前部兔毛，颈前正中用手术刀切开皮肤5-7cm，少量出血，用纱布蘸取生理盐水擦拭。分离气管并穿线备用。分离颈部双侧迷走神经，穿线备用。以倒T型剪开气管，有少量出血，止血后用镊子清理其中异物，做气管插管。手术完毕后，用温生理盐水纱布覆盖手术范围。 3、实验装置（1）将呼吸换能器与生物信号采集处理系统的相应
通道相连接，橡皮管连接气管插管和呼吸换能器。 （2）打开计算机，启动生物信号采集处理系统，设置好参数，开始 采样。 （3）采样项目①缺氧对呼吸运动的影响：方法同上，将氮气气囊管 口与气管插管的通气管用手掌罩住，打开气囊，使吸入气中含较多的氮气，造成缺氧，观察呼吸运动的变化，移开气囊和手掌，待呼吸恢复正常后进 行下一步实验。 ②CO2对呼吸运动的影响：将二氧化碳气囊管口与气管插管的通气管 用手掌罩住，打开气囊，使吸入气中含较多的二氧化碳，观察呼吸运动的 变化，移开气囊和手掌，待呼吸恢复正常后进行下一步实验。 ③增大无效腔对呼吸运动的影响：将橡皮管连接于气管插管的一个侧 管上，观察此时呼吸运动的变化。变化明显后，去掉橡皮管，观察呼吸运 动的恢复过程。 ④迷走神经在呼吸运动调节中的作用：先剪断一侧迷走神经，观察呼 吸运动的变化，再剪断另一侧迷走神经，观察呼吸运动又有何变化。 【实验结果】 ①缺氧对呼吸运动的影响 ②CO2对呼吸运动的影响 ③增大无效腔对呼吸运动的影响 ④迷走神经在呼吸运动调节中的作用 【实验讨论】
大鼠血压的观察和休克模型的制备实验报告
大鼠血压的观察和休克模型的制备实验报告实验报告：大鼠血压的观察和休克模型的制备 一、实验目的 研究大鼠的血压变化，并制备休克模型，模拟血压下降的病理情况， 以探究可能的治疗措施。 二、实验原理 1.大鼠血压的观察： 实验中使用了大鼠尾动脉插管的方法，将尾动脉与生理记录仪相连接，实时记录大鼠的收缩压、舒张压和平均动脉压。 2.休克模型的制备： 通过大鼠颈动脉结扎的方式，局部限制供血，以模拟低血压的情况。 三、实验步骤 1.准备工作： ①实验室环境准备，保持清洁卫生。 ②需要的器材、药品等先行准备，确保方便使用。 ③合理安排实验顺序和时间，以免时间浪费和实验影响。 2.大鼠血压的观察： ①实验前将大鼠适应实验室环境，体重稳定在180-220g之间。 ②引入实验室后，放入适当的笼子中，饲养1周以上。
③实验时，精心针刺尾动脉，将其连接到生理记录仪，记录大鼠血压的基本数据。 ④持续观察大鼠血压的变化，记录数据并进行分析。 3.休克模型的制备： ①手术准备，包括消毒、准备手术器械等。 ②麻醉大鼠，使其处于无痛觉状态。 ③在颈部寻找颈动脉位置，用外科钳夹住颈动脉，结扎一段时间。 ④结扎时间可以根据需要进行调整，通常约为10-20分钟。 ⑤结扎后，注意观察大鼠的反应，实时记录血压变化。 ⑥结束实验后，及时处理大鼠的伤口，保护其健康。 四、实验结果与分析 1.大鼠血压的观察： 在实验过程中，可以观察到大鼠的收缩压、舒张压和平均动脉压的变化。根据实验数据分析，可以得出大鼠血压的变化趋势，了解大鼠不同情况下的血压水平。 2.休克模型的制备： 制备休克模型后，可以观察到大鼠血压下降的情况，模拟低血压状态下的生理和病理变化。通过此模型，可以进行相应的治疗措施的研究和实验。 五、实验总结
实验动物学实验报告(大鼠,小鼠) 小鼠的基本实验操作 大鼠的基本实验操作
实验一小鼠得基本实验操作 一、实验目得:通过实际操作,掌握小鼠得一般操作方法,包括小鼠得抓拿、标记、给药(灌胃、 腹腔注射、皮下、肌肉、尾静脉注射)、取血(眶后静脉丛,摘眼球)、脊椎脱臼法处死、大体解剖、 二、实验动物:昆明小鼠2只(１雌１雄) 三、实验步骤 １、抓取与固定,标记 ２、去毛 3、给药:消化道、腹腔注射、尾静脉注射 4、取血:眼眶后静脉丛、尾静脉、眼球摘除法、断头法 5、麻醉:氯胺酮腹腔麻醉 6、处死:脊椎脱臼法 7、解剖: 雄性:睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺(在膀胱下方,胶质状,透明) 雌性:双角子宫、卵巢 肾上腺、胆囊、甲状腺、胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏、甲状腺 四、实验结果 1、抓取与固定标记: 抓取:抓小鼠得尾根部 固定:抓住小鼠得尾根部,让小鼠在粗糙平面上爬行,后拉尾跟部,右手得拇 指与食指抓住小鼠两耳及其间得颈部皮肤,小指与无名指将尾巴固定在手掌面。并标记: 2、灌胃法:左手抓取小鼠固定后,右手持特制灌胃针,沿一侧口角进针,紧贴咽后壁,头后仰以便伸直消化道,进针2／3后灌生理盐水0.5ml 3、注射给药: 腹腔注射: 从下腹部得两侧进针,进针时针与腹部成45°。进针后稍微晃动针,如无粘滞感则可注射药物 尾静脉注射:一人固定小鼠,另一人用左手中指与拇指将尾拉直,食指托住尾部,在尾动脉位置进针注射0、5ml生理盐水。注射完毕拔出针头,用无菌棉球压迫止血。 4、采血 从眼角内侧0.5cm处进针 眼球摘除法:左手抓取用固定小鼠,右手持弯头镊在眼球根部将眼球摘除,头朝下,眼眶内血迅速流出。 5、麻醉: 0.5％氯胺酮腹腔麻醉:本小鼠重22g,按100mg/kｇ得药量给药,2分钟麻醉成功 6、处死: 脊椎脱臼法:按住头部,将尾根部向后上方以短促得力量拉即可致死 ７、解剖: 雄性:寻找到睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺 雌性:双角子宫、卵巢3.7、2肾上腺:米粒大小 胰腺:位于胃下方,类似于脂肪组织,浑浊状3、7。4,胆囊:芝麻大小,浅绿色,半透明,甲
动物实验报告
实验一大、小鼠的基本实验操作 一、实验目的:通过实际操作，掌握大、小鼠的一般操作方法，包括大、小鼠的抓取和固定、性别鉴定、给药、采血. 二、实验动物：昆明小鼠4只（2雌2雄)、大鼠4只（2雌2雄）、灌胃器2个、注射器4个、酒精、棉球、生理盐水、小鼠固定器1个、大鼠固定器1个。 三、实验步骤 1、抓取和固定 1.1抓取：左手抓小鼠的尾根部 1.2固定：左手抓住小鼠的尾根部，让小鼠在粗糙平面上爬行，后拉尾跟部,右手的 拇指和食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤，小指和无名指将尾巴固定在手掌面。 1.3同样操作将大鼠抓取和固定 2、性别鉴定： 2.1抓取和固定小鼠 3.2观察肛门与生殖器间的距离和二者之间的毛发。雄性：距离长,毛发密（和其他 部位一样）;雌性：距离短，毛发稀疏. 4.3同样鉴别方法，重复鉴别大鼠。 5.给药 5.1.灌胃法 3.1.1按正确方法用左手抓取和固定小鼠，使腹部朝上,颈部拉直。 3.1.2固定后，右手持持接灌胃针的注射器吸取药液（或事先将药液 吸好），将针头从口角插入口腔内，然后用灌胃针头压其头部，使口腔与食管成一直线，再将灌胃针头沿上腭壁轻轻进入，转动针头刺激动物吞咽，然后沿咽后壁慢慢插入食道。 3.1.3当感觉有落空感时表明灌胃针可能进入胃内，向外抽动注射器活塞，感觉有负压,此时可将药液灌入。 3.1。3用大鼠重复同样操作 5.2.注射给药 5.3.1皮下注射 5.3.1.1用左手拇指和食指轻轻提起动物颈后肩胛间皮肤， 3.2.1。2右手持注射器，使针头水平刺入皮下，针头能自由拨动无牵阻，推送药液时 注射部位隆起。拨针时，以手指捏住针刺部位 3。2。1.3用大鼠重复同样操作 5.4.2腹腔注射 5.4.1.1以左手固定小鼠，使腹部向上，