实验用大鼠介绍

1、常用实验大鼠种类：SD大鼠、Wistar大鼠、SHR大鼠、ACL大鼠、Fisher 344大鼠。

2、Wistar大鼠：

（1）1907年由美国维斯塔尔（wistar）研究所育成；

（2）10周龄时雄性大鼠体重可达280～400g，雌性大鼠达170～260g；

（3）性情温顺，对传染病的抵抗力较强，自发性肿瘤发生率低。

3、SD大鼠：

（1）由Wistar大鼠培育而成,生长发育较Wistar快，性情比Wistar大鼠稍凶猛，而且比Wistar大鼠的适应性和抗病能力更强，尤其对呼吸道疾病的抵抗力很强，所以较为受到动物实验的亲睐，但是其价格较贵，目前饲养的规模没有Wistar大鼠广泛。

（2）头部狭长、尾长接近于身长，10周龄时雄性大鼠体重可达300~400g，雌

性大鼠达180~270g；

（3）自发性肿瘤的发生率较低，对疾病的抵抗力较强，尤其对呼吸道疾病的抵

抗力很强对性激素敏感性高；

（4）广泛用于药理、毒理、药效及GLP实验。

品系性别21日龄28日龄35日龄42 日龄49日龄56 日龄63日龄70 日龄Wistar雄5697134187233297325370

雌5491134166209214232246

SD雄52101150206262318365399

雌5086130172210240258272

4、SHR大鼠：

（1）SHR大鼠，称自发性高血压大鼠；

（2）自发性高血压发病率高，且无明显原发性肾脏或肾上腺损伤，心血管发病

率高。

5、ACL大鼠：

（1）易发生先天性畸形，肿瘤发病率高。

6、Fisher 344大鼠：

（1）乳腺癌、脑垂体腺瘤、甲状腺瘤、睾丸间质细胞瘤发病率高。

实验报告-大鼠

姓名：薛桂凤学号：132015200300 实验报告（二）一、实验目的： 1.掌握大鼠的抓取和固定。 2.掌握大鼠的编号与标记方法。 3.掌握大鼠的常用实验方法。 4.掌握大鼠的常用麻醉方法。 5.掌握大鼠的安死术。 6.掌握大鼠的釆血方法。 7.了解小鼠的采尿、粪的方法。 8.了解小鼠各种脏器标本的采集方法。二、实验器材：SD大鼠、电子称、手套、实验托盘、固定板、烧杯、注射器（3支）、剪刀、镊子、灌胃针头、毛细管、酒精棉球、5%水合氯醛、生理盐水三、实验内容 1.抓取：两种方法。第一种方法：右手食指和中指夹住大鼠颈部，使其头部固定，右手拇指及无名指分别在大鼠前爪下抓住大鼠身体。第二种方法类似单手抓取小鼠的方法，用右手拇指及其余四指并捏住大鼠颈部背部皮肤。 2.称重：小鼠放在烧杯中称重（去除烧杯重量），记录小鼠体重210g。 3.鉴别大鼠性别：观察生殖器雄性大鼠的阴囊非常明显。 4.编号：染色法：逆毛方向涂上有色斑点，顺序由左到右，由上向下，用两种颜色可标记99只动物。 5.给药：（1）皮下注射小于1ml/100g（俯卧固定，左手拇指和食指捏住皮肤提起，右手持针沿纵轴方向刺入皮肤，阻力消失后回抽无血注入药物，拔针）（2）皮内注射小于0.1ml （麻醉后进行，先备皮）（俯卧固定，与皮肤平行刺入捏起的皮肤，阻力大，注射药物局部有皮丘后停留片刻后拔针）（3）腹腔注射0.01-0.02ml/g（仰面固定，在腹正中线两侧腹股沟平行的位置30-45°进针，挑起皮肤和肌肉，回抽无血，注药）（4）灌胃1-2ml/100g （大鼠固定身体呈一条直线，灌胃针头顺着上颚插入咽部，先少量注药证明未入气管后继续给药） 6.釆血：尾尖釆血法、眼眶静脉丛釆血法、心脏釆血法(麻醉后) 。 7.大鼠的采尿、粪的方法（1）少量采集：在抓取固定时受到刺激排出少量尿液和粪便（2）长期大量采集：使用代谢笼 8.麻醉：根据大鼠体重计算麻醉药物用量5%水合氯醛按300mg/kg，给药，计算药量为 1.26ml，ip 麻醉小鼠，观察小鼠麻醉期。 (1)全身麻醉的第一期（随意兴奋期）：出现运动和运动失调；35秒 (2)全身麻醉的第二期（不随意兴奋期）：是由意识完全丧失至深而规则的自动呼吸开始时止;2分30秒 (3)全身麻醉的第三期：角膜反射由迟钝渐趋消失，翻正反射消失，疼痛反射消失； 9.安死术：颈椎脱臼法：用左手按住动物的头部于实验台上，右手抓住尾根部，快速、不间断地向后、略向上使劲拉，以致脊椎脱臼，脊髓与脑干断离而死亡。 10.解剖：观察大鼠的脏器解剖结构

实验动物管理制度与操作规程

实验动物设施（设备）运行管理制度一、设施安全运行管理管理制度 1、认真贯彻“谁主管，谁负责”的原则，设施负责人对中心内的安全生产、劳动保护工作负全面领导责任。 2、设兼职安全员，对设施的安全工作负检查、监督责任。 3、各人对所在岗位的所有仪器设备及所使用的工具、器材负直接的安全管理责任。 4、动物饲养员必须对所饲养的动物负全部的安全管理责任。 5、所有工作人员均应严格遵守设施所规定的各项制度。 6、所有工作人员在工作过程中均应牢固树立“安全第一”的思想，贯彻“预防为主”的方针，认真作好个人防护，严防各类事故的发生。 7、各种电器、动力设备在移动、检修之前必须切断电源。饲养室和实验室内电、煤气设备及线路设施必须严格按照安全用电规程和设备的要求实施，不许乱接、乱拉电线，墙上电源未经允许，不得拆装、改线。 8、各饲养室和实验室的钥匙应由专人管理，不得私自配备或转借他人。 9、发现安全隐患，均应及时处理，并记录、汇报。 10、发生火警等险情，在采取扑救措施的同时，应及时报警，并报告上级主管部门。 11、每日下班时，工作人员都必须查看水电、煤气和门窗等，切断电源，清扫易燃的纸屑等杂物，消灭隐患。 12、为保证人身安全，防止人畜共患传染病的发生，凡是常年从事实验动物工作的人员每年必须进行1次体检。凡有人畜共患传染病者不得从事实验动物工作。 13、为了保证动物种群的健康和屏障设施安全，工作人员必须遵守实验动物管理制度和操作规程。

14、工作中使用的酸、碱要放在指定的位臵，须有专人保管，操作时必须按规定着装。 15、高压灭菌工作必须按有关规定操作。 16、对违反规章制度造成损失的追究当事人的责任。 17、普通环境的门窗及通向外面的管道附近要定期清理，做到无杂草、无异物，并且具有防止野生动物、蝇、蚊及其它昆虫混入的措施。 18、凡进入设施饲养管理人员必须更换工作服、鞋、帽，出工作区域时，必须将工作、鞋、帽存放指定的衣柜中，严禁将工作服、鞋、帽穿出工作区域。 19、非本设施工作人员严禁进入动物设施，特殊情况须经中心领导同意后更换工作服、鞋、帽后方可入内。 20、领取动物的人员，在设施下用电话与设施内联系，严禁入内。 21、饲养设施内严禁携带与饲养无关的物品，不得在设施内干私活，不准在设施内会客、抽烟，一旦发现严肃处理。 22、设施内各种饲养用具不外借，卫生设施只提供设施内工作人员使用。 23、各饲养室，用具不得互换使用，饲养人员不得串岗。 24、上班时间，饲养人员必须在饲养室，不得擅自离开，如有特殊情况，经领导同意后方可离开。 25、更换的垫料、污物和动物尸体应存放在指定的地点，处理要符合国家和地方法规。 26、保持饲养设施内安静，禁止大声喧哗，尽量减少操作过程中噪音。二、屏障环境设施卫生防疫管理制度 1、清洁区的秩序和卫生管理 1.1对人员的管理：进出清洁区的所有人员都必须严格执行《人员进出动物实验设施程序》，不得在清洁区内进行无菌服、摘口罩、吐痰等破坏清洁状态的活动。 1.2对备用饲料、垫料、笼具、饮水瓶和料斗的管理：灭菌后的上述物品，应标明类别，整齐地码放于洁净物品储存间内，不得就地码放。平时要保持储存间干净整洁。储存时间最长不超过1周，超过者应重新消毒，以确保清洁。 1.3 对各种用具的管理

实验动物学实验报告大鼠,小鼠,小鼠的基本实验操作,大鼠的基本实验操作

实验一小鼠的基本实验操作一、实验目的:通过实际操作,掌握小鼠的一般操作方法,包括小鼠的抓拿、标记、给药(灌胃、腹腔注射、皮下、肌肉、尾静脉注射)、取血(眶后静脉丛,摘眼球)、脊椎脱臼法处死、大体解剖。二、实验动物:昆明小鼠2只(1雌1雄) 三、实验步骤 1、抓取与固定,标记 2、去毛 3、给药:消化道、腹腔注射、尾静脉注射 4、取血:眼眶后静脉丛、尾静脉、眼球摘除法、断头法 5、麻醉:氯胺酮腹腔麻醉 6、处死:脊椎脱臼法 7、解剖: 雄性:睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺(在膀胱下方,胶质状,透明) 雌性:双角子宫、卵巢肾上腺、胆囊、甲状腺、胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏、甲状腺四、实验结果 1、抓取与固定标记: 抓取:抓小鼠的尾根部固定:抓住小鼠的尾根部,让小鼠在粗糙平面上爬行,后拉尾跟部,右手的拇指与食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤,小指与无名指将尾巴固定在手掌面。并标记: 2、灌胃法:左手抓取小鼠固定后,右手持特制灌胃针,沿一侧口角进针,紧贴咽后壁,头后仰以便伸直消化道,进针2/3后灌生理盐水0、5ml 3、注射给药: 腹腔注射: 从下腹部的两侧进针 ,进针时针与腹部成45°。进针后稍微晃动针,如无粘滞感则可注射药物尾静脉注射:一人固定小鼠,另一人用左手中指与拇指将尾拉直,食指托住尾部,在尾动脉位置进针注射0、5ml生理盐水。注射完毕拔出针头,用无菌棉球压迫止血。 4、采血从眼角内侧0、5cm处进针眼球摘除法:左手抓取用固定小鼠,右手持弯头镊在眼球根部将眼球摘除,头朝下,眼眶内血迅速流出。 5、麻醉: 0、5%氯胺酮腹腔麻醉:本小鼠重22g,按100mg/kg的药量给药,2分钟麻醉成功 6、处死: 脊椎脱臼法:按住头部,将尾根部向后上方以短促的力量拉即可致死 7、解剖: 雄性:寻找到睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺雌性:双角子宫、卵巢 3、7、2 肾上腺:米粒大小胰腺:位于胃下方,类似于脂肪组织,浑浊状 3、7、4 ,胆囊:芝麻大小,浅绿色,半透明,

实验报告-大鼠

姓名：薛桂凤学号：实验报告（二）一、实验目的： 1.掌握大鼠的抓取和固定。 2.掌握大鼠的编号与标记方法。 3.掌握大鼠的常用实验方法。 4.掌握大鼠的常用麻醉方法。 5.掌握大鼠的安死术。 6.掌握大鼠的釆血方法。 7.了解小鼠的采尿、粪的方法。 8.了解小鼠各种脏器标本的采集方法。二、实验器材：SD大鼠、电子称、手套、实验托盘、固定板、烧杯、注射器（3支）、剪刀、镊子、灌胃针头、毛细管、酒精棉球、5%水合氯醛、生理盐水三、实验内容 1.抓取：两种方法。第一种方法：右手食指和中指夹住大鼠颈部，使其头部固定，右手拇指及无名指分别在大鼠前爪下抓住大鼠身体。第二种方法类似单手抓取小鼠的方法，用右手拇指及其余四指并捏住大鼠颈部背部皮肤。 2.称重：小鼠放在烧杯中称重（去除烧杯重量），记录小鼠体重210g。 3.鉴别大鼠性别：观察生殖器雄性大鼠的阴囊非常明显。 4.编号：染色法：逆毛方向涂上有色斑点，顺序由左到右，由上向下，用两种颜色可标记99只动物。 5.给药：（1）皮下注射小于1ml/100g（俯卧固定，左手拇指和食指捏住皮肤提起，右手持针沿纵轴方向刺入皮肤，阻力消失后回抽无血注入药物，拔针）（2）皮内注射小于（麻醉后进行，先备皮）（俯卧固定，与皮肤平行刺入捏起的皮肤，阻力大，注射药物局部有皮丘后停留片刻后拔针）（3）腹腔注射（仰面固定，在腹正中线两侧腹股沟平行的位置30-45°进针，挑起皮肤和肌肉，回抽无血，注药）（4）灌胃1-2ml/100g （大鼠固定身体呈一条直线，灌胃针头顺着上颚插入咽部，先少量注药证明未入气管后继续给药） 6.釆血：尾尖釆血法、眼眶静脉丛釆血法、心脏釆血法(麻醉后) 。 7.大鼠的采尿、粪的方法（1）少量采集：在抓取固定时受到刺激排出少量尿液和粪便（2）长期大量采集：使用代谢笼 8.麻醉：根据大鼠体重计算麻醉药物用量5%水合氯醛按300mg/kg，给药，计算药量为，ip 麻醉小鼠，观察小鼠麻醉期。 (1)全身麻醉的第一期（随意兴奋期）：出现运动和运动失调；35秒 (2)全身麻醉的第二期（不随意兴奋期）：是由意识完全丧失至深而规则的自动呼吸开始时止;2分30秒 (3)全身麻醉的第三期：角膜反射由迟钝渐趋消失，翻正反射消失，疼痛反射消失； 9.安死术：颈椎脱臼法：用左手按住动物的头部于实验台上，右手抓住尾根部，快速、不间断地向后、略向上使劲拉，以致脊椎脱臼，脊髓与脑干断离而死亡。 10.解剖：观察大鼠的脏器解剖结构

实验动物操作方法课前准备

实验动物的获得与处理（2学时）知识点图解: 重难点： 1.克服接触实验动物的心理障碍 2.理解对实验动物使用的行为准则及其伦理学意义学习目标在完成本章的学习之后，您应该对实验动物的基本知识有一个大概的了解，知道Experimemtal animals与Laboratory animals区别，能够初步掌握实验动物的生物学特征、来源、主要用途以及实验的安全操作方法。课前思考题： 1.简述实验动物应用的意义。在生命科学、人类医药和健康研究，实验动物在生命活动中的生理和病理过程，与人类或异种动物都有很多相似之处，并可互相参照，一种动物的生活过程可以成为另一种动物或者人类的参照物。对一些难以在人身上进行的工作，及一些数量很少的珍稀动物，或一些因体形庞大、不易实施操作的动物种类，采用取材容易、操作简便的另一种动物来代替人类或原来的目标动物进行实验研究，这就是动物实验。 2.什么模式动物? 为了保证这些动物实验更科学、更准确和更具有重复性，采用一定的技术手段制作一类具有特殊的生理或病理特征的动物，如糖尿病、高血压、肝硬化等动物，使这需要研究的指标相对稳定地显现在标准化的实验动物身上，供实验研究之用，从而保证使研究的方法及产品经得起检验(而不受时间、地点或实验材料不同造成显著差异之影响，这些标准化的实验动物就称之为模式动物。

3.什么是动物的安死术？实施安死术的意义何在安死术(euthanasia)是指用公众认可的、以人道的方法处死动物的过程。按照它的原意，是指“安乐地死亡”(easy death)。由此，就引申为没有焦虑或惊恐，无痛苦或安静地死亡这一明确的含义。为人们所接受的人道安死术的最重要的标准是：安死术应具有保证动物中枢神经系统立即失去痛感的早期抑制作用。现已经为可被人们接受的安死技术方法做了很多努力。尽管如此，在众多的科学家与非专业的公众眼里，对哪些方法真正是人道主义的仍存有很大的分歧，但有一些准则是当前这一研究领域内为人们普遍接受的。通过不断的研究会产生更人道、更完善的方法供将来应用。实验动物作为活的仪器替代人类完成了毒性、毒理等危险性试验，这都是以人为本的做法，人类精心培育的实验动物无疑是为人类做了巨大贡献和牺牲。所以我们在做动物实验时一定要善待动物，试验结束了，对那些需要进行解剖和病理组织检测的动物实施安死术，不仅仅是尽量减少动物的痛苦和不安，而且也是尽量减少实验操作者本人的冷漠性的一项无奈却又是目前有效的措施。动物伦理学须知一、实验动物应用过程中，应将动物的惊恐和疼痛减少到最低程度。实验现场避免无关人员进入。在符合科学原则的条件下，应积极开展实验动物替代方法的研究与应用。二、在对实验动物进行手术、解剖或器官移植时，必须进行有效麻醉。术后恢复期应根据实际情况，进行镇痛和有针对性的护理及饮食调理。三、保定实验动物时，应遵循“温和保定，善良抚慰，养活痉和应激反应”的原则。促定器具应结构合理、规格适宜、坚固耐用、环保卫生、便于操作。在不影响实验的前提下，对动物身体的强制性限制宜减少到最低程度。四、处死实验动物时，须按照人道主义原则实施安死术。处死现场，不宜有其他动物在场。确认动物死亡后，方可妥善处置尸体。五、在不影响实验动物判定的情况下，应选择“仁慈终点”，避免延长动物承受痛苦的时间。六、灵长类实验动物的使用仅限于非用灵长类动物不可的实验。除非因伤病不能治愈而备受煎熬者，猿类灵长类动物原则上不予处死，实验结束后单独饲养，直到自然死亡。参考资料 1.苗明三实验动物和动物实验技术第二版. 中国中医药出版社2003 2.uxley,A.,A Froeword for 《The UFAW Handbook on the Management of Laboratory animals》,1986 3. 倪慧芳等，《21世纪生命伦理学难题》，高教出版社，2000 4. 李玲张春荣郭建军翻译《生物学实验技术》湖南科技出版社，2001

病理生理实验报告

实验一组织晶体渗透压改变在水肿发生中的作用（水肿）实验目的：通过实验了解组织晶体渗透压的改变在水肿发生中的意义，加深对水肿发生机理的理解。实验动物：蟾蜍2只，要求体重、大小相仿。器材与药品： 200克电子天平1台，盛水玻璃缸2个，2m1注射器连4号针头2支，脱脂棉球、纱布块适量。0.65％氯化钠液和20％氯化钠液各10ml。实验方法： 1. 取蟾蜍2只分别称重，注意观察背部外形。 2. 向一只蟾蜍背部淋巴囊内注入0．65％氯化钠液(即蛙生理盐水)2 m1，向另一只蟾蜍背部淋巴囊内注入20％氯化钠液2ml(蟾蜍皮下淋巴囊分布见图2－1)，然后分别放入装有水的玻璃缸内。 3．1小时后由水中取出蟾蜍，擦掉体表浮水后分别称重，同时仔细观察背部外形改变。 4. 解剖蟾蜍：由椎骨孔破坏神经系统。重点观察背部淋巴囊的变化。解剖观察其它脏器和解剖结构。实验结果：将观测到的各种实验结果记入下表内注前体重注前背部外形注后体重注后背部外形注0.65％氯化钠 141.2g 正常平坦146.3g 正常平坦

注20％氯化 141.8g 正常平坦169.5g 变肥钠结果分析：实验中这两只蟾蜍分别注射了不同浓度的氯化钠溶液，组织晶体渗透压升高，两只都有一定的吸水能力，注射低浓度氯化钠溶液的青蛙吸水较少，体重只有轻微的增长，体型无明显变化；注射高浓度氯化钠溶液的青蛙吸水较多，体重有大幅度的增长，体型出现明显变化。结果表明晶体在体内的浓度越高，吸水性越强。心得：

实验二缺氧实验目的：通过复制外呼吸性缺氧、血液性缺氧及组织中毒性缺氧的动物模型。实验动物：成年小白鼠4只．器材与药品： 1．外呼吸性缺氧：带有橡皮塞的250毫升广口瓶1只(见图3—1)，搪瓷盘1只、镊子、剪子各2把，100g电子天平1台。钠石灰(NaOH.CaO)10g，凡士林1瓶。 2．血液性缺氧：带有管道瓶塞的250m1广口瓶和三角烧瓶各2只，酒精灯1盏，三角架3个，充满一氧化碳的皮球胆1只，弹簧夹4个，lml注射器1支。甲酸、浓硫酸各300ml，2％亚硝酸钠溶液10ml 3．组织中毒性缺氧：1 m1注射器1支。0.04％氰化钾溶液。实验方法：一、外呼吸性缺氧 1.取小白鼠重只称重后放入广口瓶内，瓶内预先加入钠石灰5g。观察动物一般状况，如呼吸频率、呼吸状态，皮肤、粘膜色彩、精神状态等。 2.旋紧瓶塞，用弹簧夹夹闭通气胶管，防止漏气。记录时间，观察上述各项指标的变化，直至动物死亡。待本次实验内容全部完成之后，一起剖检动物，对比观察血液颜色的改变和其它变化（以下皆同)。二、血液性缺氧 (一)一氧化碳中毒

病理生理实验报告

动物实验报告

动物实验报告 This model paper was revised by the Standardization Office on December 10, 2020

三、实验内容及方法 1、小鼠的抓取和固定抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。 2、小鼠的雌雄鉴别雄鼠的阴囊明显，雄鼠可见阴道开口和五对乳头。幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定，近者为雌，远者为雄。另外，雌鼠肛门和生殖器之间有一无毛小沟，而雄鼠则在肛门和生殖器之间长毛。 3、小鼠的标记方法 1）耳孔法用耳号钳在耳上打洞或者用剪刀在耳边缘剪缺口，左耳为十位，右耳为个位。 2）剪趾法适用于出生一周以内新生仔鼠； 3）染色法

用毛笔将苦味酸涂在动物的不同部位，注意逆着毛发生长方向刷。 4、小鼠的基本采血 1）剪尾采血当所需血量很少时采用本法。固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟，也可用酒精棉球涂擦，使局新血管扩张。将鼠尾擦干，再用刀片剪去1-2mm，让血液滴入盛器或直接用吸取，同时自尾根部向尾尖按摩。取血后，先用棉球压迫止血并立即用6％液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。也可采用切割尾静脉的方法采血，三根尾势脉可交替切割，并自尾尖向尾根方向切割，每次可取～血，切割后用棉球压迫止血。这种采血方法在大鼠进行较好，可以较长的间隔时间连续取血，进行血常规检查。 2）眼眶后静脉丛取血当需中等量的血液，而又需避免动物死亡时采用此法。用左手固定鼠，尽量捏紧头部皮肤，使头固定，并轻轻向下压迫颈部两侧，引起头部静脉血液回流困难，使眼球充分外突（示眼眶后静脉丛充血），右手持毛细玻璃管，沿内眦眼眶后壁向喉头方向旋转刺入。刺

大鼠解剖方面的资料

1. 外观大鼠外观与小鼠相似,但个体较大。一般成年大鼠体长不小于18-20cm。尾上覆有短毛和环状角质鳞片，数量多于200片。上下颌各有两个切齿和六个臼齿，共16颗牙齿。齿式为（1003/1003）×2。 2. 大鼠骨骼约105-108块，大鼠的生长发育期长,长骨长期有骨骺存在，不骨化。切齿终生不断生长，大鼠需不断啃咬磨牙以维持其长度恒定，故垫料中应有部分小木块供其啃咬。 3. 大鼠唾液腺包括腮腺、颌下腺和舌下腺。分别位于下颌骨后缘至锁骨的腹外侧、下颌骨后缘和胸腔入口的腹侧、颌下腺口侧。颈区肩胛部间沉积的脂肪组织呈腺体状，称为冬眠腺，在产热中起着重要作用。 4. 胃由前后两部分组成，前胃为无腺区，后胃为有腺区，前后两部分由一个界限嵴分开，食管通过界限嵴的一个褶进入胃小弯，此褶是大鼠不能呕吐的原因。 5. 肠道分为十二指肠、空肠、回肠、盲肠、结肠、直肠。其中小肠最长，约114cm（102-126），盲肠较长，约6-8cm。 6. 肝脏呈紫红色，占体重的比例大，约为体重的1/25，由四叶组成（右侧叶、中叶、左叶和尾叶）。肝脏的再生能力强,经部分肝切除术后仍可再生。成年大鼠切除肝2/3，在一周内肝脏生长最快，三周内肝脏重量可恢复到接近正常。大鼠无胆囊，各肝叶的胆管会合成胆总管，开口于十二指肠。胰脏位于胃和十二指肠的弯曲处，呈淡粉色，形状不规则，似脂肪。 7. 心脏重量约占体重的1/30-1/20，由左心房、左心室、右心房、

右心室组成。左心室发出主动脉弓，由此分出无名动脉、左颈总动脉、左锁骨下动脉。无名动脉又分出右颈总动脉和右锁骨下动脉。主动脉弓到心脏背侧沿脊柱下行，形成背主动脉，背主动脉再分支到髂部和四肢。 8. 肺脏为海绵状，淡粉色,位于胸腔中部,分为左、右两部分。左肺为一个大叶，右肺分为4叶（前叶、中叶、副叶、后叶）。 9. 肾脏呈暗红色、蚕豆状，位于腹腔背侧脊柱两侧。每侧肾都和一条白色细长的输尿管相连，输尿管下接膀胱。 10. 大鼠的神经系统与人类相似，亦包括中枢神经系统和周围神经系统两部分。中枢神经包括脑和脊髓，周围神经包括脑神经、脊神经、植物神经。脑分为大脑、间脑、中脑、小脑和延脑，大鼠的大脑很发达，中脑较小。由脑发出的神经叫脑神经，共12对。脊神经和植物神经和其它动物相似。实验用大鼠解剖生理学一、概述每年约使用3千5百万只鼠应用于研究和测试。使用实验大鼠进行的研究包括老化，肿瘤neoplasia，药效与毒性，含特定菌之动物gnotobiology，龋齿的研究，脂质新陈代谢，维他命之作用，行为，酒精中毒和肝脏硬化，关节炎，苯酮尿症(phenylketonuria)，黄疸，果糖不耐症，高血压、胚胎学，畸胎畸形学，肾性尿崩症及传染性疾病等皆可使用大鼠进行研究。二、解剖构造

动物实验报告

动物实验（小鼠）的一般操作技术实习日期：2007—11—13 一目的和要求：通过实际操作，使学生掌握实验的一般操作方法，包括动物的抓去和固定、编号被毛的去除给药途径麻醉采血和处死等方法。二实习内容： 1 实验动物的抓取 2 实验动物性别的鉴定 3 实验动物编号的标记方法 4实验动物被毛的去除 5 实验动物的给药途径和方法 6 实验动物的麻醉 7实验动物的采血 8 实验动物的处死方法 9 解剖三实验的方法 1 小鼠的抓取：抓取时先用手将鼠尾提起，放在实验台上，轻轻拉尾，用左手拇指和食指抓住小鼠两耳和头颈部皮肤，将鼠置于左手中心，用左手无名指和小指按住尾巴和后肢，即可做其他实验操作作用。 2 小鼠性别的鉴定：抓取小鼠后，观察动物肛门与生殖器之间的距离。距离远的为雄性，距离近的为雌性。成熟的雄性小鼠可看到小鼠睾丸的轮廓。 3 小鼠编号的标记方法：用被毛染色法做小鼠编号。用苦味酸（黄色），一般左前肢为1，左侧腹部为2，左后肢为3，头颈部为4，背部为5，尾根部为6，右前肢为7，右腹部为8，右后肢为9。用两种颜色可以染到99。 4 小鼠被毛去除：有剪毛法，拔毛法，剃毛法，用硫化钠脱毛法。 5 给药途径和方法：给药途径有经口灌胃法，经呼吸道吸入，经皮肤吸入和注射给药法。用一支特制的灌胃针进行灌胃，小鼠一般给1.5ml以下。用注射器抽好液体，然后抓取小鼠，针头延侧角通过食管进入胃内，然后将液体注入。 6 小鼠的麻醉：麻药有挥发性的和非挥发性两种。给药途径有吸入性麻醉，注射给药。小鼠一般用腹部麻醉的方法。用水合氯醛300ml／kg，根据小鼠的体重给药0.25ml。抓取小鼠后，使针头和腹部成30度的角，刺入腹腔，回抽若无回血或者肠内容物可以注入。注入麻药5分钟后，小鼠失去知觉。 7 小鼠的采血的方法：有静脉采血法，尾部采血法，眼眶静脉采血法和心脏采血法。将小鼠装入固定盒中，露出尾部，用二甲苯图擦，使尾静脉充盈。用锋利的刀片切断一根尾静脉即可用毛细管采血，也可用细注射器从尾静脉采血。 8 小鼠的处死方法：用颈椎脱臼的方法或者注射过量的麻药使小鼠死亡。 9 解剖：从腹部开始，查看腹部脏器，以肝脏胃脾肾输尿管姨小肠大肠膀胱前列腺性腺顺序。然后再看胸部，看到肺脏心脏胸腺等器官，并在直视的情况下进行了心脏的采血。然后再看颈部的解剖。最后解剖头部。四讨论和结论：通过此次实验，我们学到了实验动物的一般操作技术，如抓取和固定、编号被毛的去除给药途径麻醉采血和处死等方法。为以后进入临床进行实验研究做好了初步的准备。

动物实验报告修订稿

动物实验报告集团文件发布号：（9816-UATWW-MWUB-WUNN-INNUL-DQQTY-

实验动物学实验报告学院：学号：姓名时间：实验一：小鼠实验一、实验目的 1、掌握小鼠抓取、固定的基本方法； 2、掌握小鼠的雌雄鉴别方法； 3、掌握小鼠的标记方法； 4、掌握小鼠的基本采血技术； 5、掌握小鼠的常用给药方法； 6、掌握小鼠的解剖方法，熟悉内部脏器的自然位置；二、实验材料 1、实验动物：每组两只雌鼠，两只雄鼠； 2、实验器械及试剂：鼠笼；小鼠固定器和小鼠固定板；眼科剪；眼科镊；解剖刀；1ml注射器；毛细玻璃管；灌胃针；苦味酸染料；葡萄糖液；2%水合氯醛；三、实验内容及方法 1、小鼠的抓取和固定抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠

尾，小指按住后腿即可。这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。 2、小鼠的雌雄鉴别雄鼠的阴囊明显，雄鼠可见阴道开口和五对乳头。幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定，近者为雌，远者为雄。另外，雌鼠肛门和生殖器之间有一无毛小沟，而雄鼠则在肛门和生殖器之间长毛。 3、小鼠的标记方法 1）耳孔法用耳号钳在耳上打洞或者用剪刀在耳边缘剪缺口，左耳为十位，右耳为个位。 2）剪趾法适用于出生一周以内新生仔鼠； 3）染色法用毛笔将苦味酸涂在动物的不同部位，注意逆着毛发生长方向刷。 4、小鼠的基本采血 1）剪尾采血当所需血量很少时采用本法。固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟，也可用酒精棉球涂擦，使局新血管扩张。将鼠尾擦干，再用刀片剪去1-2mm，让血液滴入盛器或直接用吸取，同时自尾根部向尾尖按摩。取血后，先用棉球压迫止血并立即用6％液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。也可采用切割尾静脉的方法采血，三根尾势脉可交替切割，并自尾尖向尾根方向切割，每次可取0.2～0.3ml 血，切割后用棉球压迫止血。这种采血方法在大鼠进行较好，可以较长的间隔时间连续取血，进行血常规检查。 2）眼眶后静脉丛取血

实验动物使用操作规程

四、动物实验及设施设备操作规程 1、屏障设施使用操作规程（1）人员进出进入一更前将头发盘起，在更衣室外消毒槽站立片刻换拖鞋进入一更，关闭一更门，将门反锁。脱下外衣放入更衣柜，更换为灭菌后内衣，将一更门解锁。打开二更门，更换二更拖鞋，进入二更，以感应式消毒器对手消毒，戴口罩、帽子，头发应全部塞入帽子里，消毒液洗手，戴无菌手套，然后穿隔离衣。以手套将隔离衣袖口封紧。在消毒液内擦洗手套，要将手套表面指缝、腕部仔细擦洗。实验人员进入动物实验室，更换各自实验室的拖鞋。每天操作完毕，各实验室拖鞋于消毒液中洗净取出于本室晾干。摘去手套，将手套整体泡入另一消毒盒内，关闭二更内侧门，换拖鞋。将二更外侧门边放置的拖鞋拿到内侧门边摆放整齐，人员即可离开，离开前将拖鞋在消毒液中浸泡5分钟。进入一更，脱去无菌内、外衣，更换自己衣服，出一更，将无菌衣拿出。开一更、二更紫外灯消毒。每次进出动物实验室须填写记录表。（2）物品进出外购的饲料经紫外灯照射20—30分钟后传入内储存室。饲料在实验区内存放，不能超过两周。夏季注意防霉防潮。垫料经双扉高压蒸汽灭菌柜灭菌后传入内储存室。小件笼具等经双扉高压蒸汽灭菌柜灭菌后传入内储存室。大件笼具经消毒浸泡后，再喷雾消毒三遍方可进入。不能耐高温物品如消毒液瓶等，将外表擦拭干净后，用消毒液浸泡消毒，由传递窗进入饲养室准备间。所有实验用品先用消毒剂进行表面灭菌或喷雾灭菌后再放入传递窗中经紫外灯照射20—30分钟后从内储存室侧取出。待洗刷物品经内储存室传入消毒室。废弃物、动物排泄物装入塑料袋，密封后经污物传递窗传出。实验结束后，实验用品通过内储存室传递窗传出。（3）动物管理

呋塞米对大鼠的利尿作用(实验报告)【定稿材料】

呋塞米对大鼠的利尿作用目的：利尿药是一种直接作用于肾脏，增加电解质和水的排出从而使尿量增加的药。其中呋塞米是这种药代表，也是一种强效的利尿药。在学习了利尿药的利尿机制之后，以本实验来验证性的观察呋塞米对麻醉大鼠以及清醒大鼠的利尿作用，从而加深对利尿药及其机制的理解，并掌握麻醉和清醒动物的利尿方法。原理：呋塞米是一种高效的利尿药，其作用机制为：与肾小管髓袢升支粗短上皮上的Na+——K+——2Cl-同向转运体选择性的结合，从而抑制了其转运能力，因此，Na和Cl在肾小管处的重吸收就受到抑制，因此尿浓缩功能受到影响，从而排出大量几乎等渗的尿液。同时，预先用1%NaCl对实验大鼠进行水负荷可以使实验现象更加明显。对清醒大鼠的利尿实验应采取代谢笼法。一呋塞米对麻醉小鼠的利尿作用 1 材料与方法 1.1 实验动物：雄性大鼠 1.2 实验药品：乌拉坦麻醉药，1%呋塞米，生理盐水 1.3 实验器材：手术剪，止血钳，眼科剪，烧杯，刻度试管，导尿管，丝线，缝针，试验台，灌胃针。 2 实验方法： 1）取一只正常大白鼠，称重，然后用生理盐水按照20ml/kg

的比例进行灌胃处理。 2）腹腔注射乌拉坦1.2g/kg进行麻醉。麻醉好后将大鼠固定在大白鼠台上，取仰卧位，然后从颈部作一纵切口，分离出一侧颈外静脉，并做好静脉插管。 3）做腹部切口，暴露膀胱，并以荷包蛋缝合的方式对膀胱进行插管，并排空膀胱。 4）于颈静脉插管处注射生理盐水1ml/kg，并收集20分钟尿液流出量作为正常值。 5）同样方法注射呋塞米1ml/kg，并收集20分钟尿液。比较尿量的变化。 3 实验结果：如下。分别注射生理盐水和呋塞米20分钟收集到的尿量组号生理盐水呋塞米 1 0.45 2.5 2 0 1 3 0 0.28 4 0 2.1 5 1 3 均数0.29 1.776 标准差0.442 1.114 p值0.0151

狗的解剖实验报告

狗的解剖实验报告篇一：解剖母鸡实验报告实验报告--母鸡的解剖试验时间：XX年12月7日一、解剖程序把鸡处死，方法：在鸡的颈部靠近头处开口放血致死，然后进行解剖观察二、观察内容（一）消化系统 1. 口腔：无软腭，无唇齿，有上下喙，舌形态与喙相似。 2.嗉囊：食管的膨大部，位于叉骨之前，直接在皮下，偏右 2. 腺胃：纺锤形，粘膜层有胃腺 3. 肌胃：紧接腺胃，近圆形，呈暗红色，粘膜面被覆的角质膜又称鸡内金 4. 十二指肠：位于腹腔右侧，前端与肌胃相接，灰白色，管状

5. 空肠：前接十二指肠，后接回肠，灰白色，管状 6. 回肠：前接空肠，后接结直肠，夹在两条盲肠之间，灰白色，管状 7. 直肠：管腔较大，自回盲口直达泄殖腔 8.盲肠：一对相对很长的盲肠，壁内有丰富的淋巴组织，基部处集成盲肠扁桃体 9.泄殖腔：是消化泌尿生殖系统后端共同通道，由前向后分为粪道泄殖道肛道 10.胰腺：夹在十二指肠肠袢之间，淡黄色，长条形 11. 肝：位于腹腔前下部，暗褐色，分左右两叶，右叶内侧有一绿色胆囊（二）呼吸系统 1.气管：较长而粗，半透明管状，位于皮下，偏右，进入胸腔在心基上方分为两个支气管 2. 鸣管：位于气管与支气管交叉处，分鸣骨和内外鸣膜，是发声器官 3. 肺：鲜红色，位于胸腔背侧，有很深的肋压迹。 4.气囊：肺内支气管粘膜突出形成，外被浆膜。

（三）心血管系统心脏：位于胸腔前下方，心基朝向前方，椎体形（四）生殖系统 1. 卵巢：位于左侧前半部的腹侧，上有大小不一的卵泡。 2. 输卵管：分为：漏斗部，壶腹部，峡部，子宫，阴道五部分壶腹部：受精部位壶腹部：卵白分泌部位峡部：形成卵壳膜子宫部：形成卵壳阴道部：在蛋壳外面形成一层角质薄膜（五）淋巴系统 1.腔上囊（法氏囊）：位于鸡的泄殖腔的背侧，是泄殖腔的一个盲囊 2.脾：位于腺胃和肌胃交界处背侧，深红色（六）泌尿系统

大鼠生物学特性和解剖生理特点

大鼠生物学特性和解剖生理特点 1．大鼠性哺乳钢，啮齿目，鼠科，大鼠属动物。 2．繁殖快。大鼠2月龄时性成熟，性周期4天左右，妊娠期20 天（19～22天），哺乳期21天，每天产仔平均8只，为全年、多发情性动物。 3．喜啃咬、夜间活动、肉食，白天喜欢挤在一起休息，晚上活动大，吃食多，因此白天除实验必须抓取外，一般不要抓弄它。食性广泛，喜吃各种煮熟的动物肉。对光照较敏感。 4．性情较凶猛、抗病力强。大鼠门齿较长，激恕、袭击抓捕时易咬手，尤其是哺乳期的母鼠更凶些，常会主动咬工作人员喂饲时伸入鼠笼的手。对外环境适应性强，成年鼠很少患病。一般情况下侵袭性不强，可在一笼内大批饲养，也不会咬人。 5．无胆囊：大鼠、鸽、鹿、马、驴、象等动物没有胆囊，它们的总胆肝管括约肌的阻力很少，肝分泌的胆汁通过总胆管进入十二指肠，受十二指肠端括约肌的控制。 6．不能呕吐：因此药理实验时应予注意。 7．垂体一肾上腺系统功能发达，应激反应灵敏。行为表现多样，情绪敏感。 8．视觉、嗅觉较灵敏，做条件反射等实验反应良好，但对许多药物易产生耐药性。 9．大鼠血压和血管阻力对药物反应敏感，但对强心甙的作用较猫敏感性低671倍。

10．肝脏再生能力强，切除60～70%的肝叶仍有再生能力。 11．对营养、维生素、氨基酸缺乏敏感，可发生典型的缺乏症状。体内可以合成维生素Ｃ。 12．对炎症反应灵敏。它的眼角膜无血管。 13．生长发育期长，长骨长期有骨骺线存在，不骨化。 14．成年雌鼠在动情周期不同阶段，阴道粘膜可发生典型变化，采用阴道涂片法（Yaginal Smear Test）来观察性周期中阴道上皮细胞的变化，可推知性周期各个时期中卵巢、子宫状态与垂体激素的变动。15．大鼠（包括小鼠）心电图中没有S-T段，甚至有的导联也不见T波，如有T波也是与S波紧挨着，或在R波降支上即开始，以致看不到等电线的S-T段。但心电图其他成分稳定，重复性好。豚鼠以上较大的动物均有明显的S-T段，在选择动物品种时应以注意。16．大鼠垂体较脆弱地附着在漏斗下部，不需要很大的吸力就可以除去而不破坏鞍膈和脑膜，适宜于制作去垂体模型。大鼠也很适于作肾上腺和卵巢等内分泌腺切除手术。 17．大鼠肠道较短，盲肠较大，但盲肠功能不发达。不耐饥饿，肠内能合成维生素C。双子宫。胸部和鼠蹊部各有三对乳头。胰腺十分分散，位于胃和十二指肠弯曲处。染色体为21对，寿命3～4年。18．大鼠的体温39℃（38.5～39.5℃），心跳频率475次/分（370～580次/分），呼吸频率85.5次/分(66～114次/分)，通气量7.3 ml/分(5～10.1ml/分)，潮气量0.86 ml (0.6～1.25ml)，耗氧量2000mm3/g 体重，麻醉时收缩压116（88～138）mmHg红细胞总数8.9百万mm3

药理学实验动物的基本操作实验心得

药理学实验动物的基本操作实验心得 Revised by Jack on December 14,2020

这次是第一次药理学实验，我们学习了很多实验动物的基本操作方法。在做药理学实验之前我们就有做过人体解剖生理学实验，解剖过蟾蜍，小白鼠和家兔，这次的药理学实验更是一次对所学知识的巩固和深化，教给了我们很多在生理学实验中并没有学过的知识点。在刚做实验时，黄老师就向我们介绍了3R原则，即减少，优化，替代。动物是我们人类的朋友，首先我们应该尊重动物。它们用生命来换取人类的健康，推动着医学的进步，人类医学的发展离不开动物实验，动物为我们人类的健康做出了牺牲，我们应遵循“3R”原则。黄老师还通过视频给我们重点介绍了常用麻醉药及用法，实验动物的捉拿、麻醉、固定、给药、取血和处死方法。让我学到了很多实用性很强的东西。之后便是分组自己做实验了，首先陈老师向我们讲解了小白鼠的标记方法，用中性品红表示十位数，苦味酸表示个位数，加上空白对照，一共可以标记一百支小白鼠。标记顺序为先左后右，从上至下。用苦味酸作为标记物的一个原因是它不容易被分解和弄掉，不会因为小鼠的活动而消失。其次是因为其有苦味，避免了被其他老鼠舔掉。之后讲解了小鼠的性别鉴定方法，除了书上说的方法外还可通过观察小鼠的乳房辨别。关于大鼠和家兔的捉持方法，大鼠在捉持前最好对其进行安抚，避免其急躁而咬人，而家兔则不可用手扯其双耳将其拉起。在给药方法方面，灌胃法要注意从口角插入口腔，用灌胃针抵住舌头，插入不可过深，一般入喉即可。腹腔注射时最好将其倒转，头部朝下，这样不容易刺入内脏。是否插入腹腔的判断方法：推注完后，轻微回抽，若有负压将注射器的推杆拉回，则已入腹腔。皮下注射时是否的入皮下的判断方法上同，皮下无负压，回抽不拉回。尾静脉注射时注意静脉在尾的两侧，不在上下，注射时用手捏住尾巴前段有利于暴露血管。家兔的灌胃用木质开口器，使用时要想办法将其舌头压在开口器下，因为舌头会阻碍导尿管插入口腔，可以另外使用棉签配合，一边用棉签压住舌头，一边将开口器插入口腔。耳缘静脉注射时要注意选择小号针头，因家兔耳静脉较小，插入时应仔细谨慎。

肝切片的实验报告doc

肝切片的实验报告篇一：肝切片实验报告？实验九显微摄影一一小鼠肝脏结构年级专业*班* 组学号姓名 Cl B 500 um 1 m 2 IOOum i IOOum 4 50 μm图版说明：图1：小鼠肝脏横切部分结构，示肝小叶(a),静脉血管(b)o图厶图1 ( α部位)的放大，示肝小叶(C)O 图 3：示肝小叶(Cl)O图4：示静脉血管(e)o 图5：示肝细胞(f),肝细胞细胞核(g)。图6：图2 (B部位)的放大，示上皮细胞(h),上皮细胞细胞核(i), 肝血窦(j),中央静脉(k),肝动脉(1),血细胞(Dl)o结构说明：肝脏是脊椎动物身体内以代谢功能为主的一个器官，并在身体里面扮演着氧化，储存肝糖，解读等功能。肝脏由肝小叶组成，肝小叶是肝脏的基本组成成分，它来执行肝脏的基本职能。而肝小叶又是由肝细胞组成，当肝细胞大量损坏时，肝小叶不能正常工作，影响肝脏正常生理功能，而出现各种各样的症状。肝小叶成棱柱状，中央有一条中央静脉穿过，肝细胞围绕中央静脉成放射状排列。肝细胞是一种高度分化并具有多种功能的细胞，胞质内各种细胞器丰富而发达，并

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含有糖原，脂滴等内涵物。细胞器和内涵物的含量与分布常因细胞的功能状况或饮食变化而变动。一般肝细胞里线粒体含量都比较多，遍布于胞质内，为肝细胞的功能活动不断提供能量。肝细胞核大而圆，居中央，染色质丰富色浅，核膜清楚，核仁1至数个。部分肝细胞（约25%）有双核，有的肝细胞的核体积较大，为多倍体核。肝血窦位于肝板之间，互相吻合成网状管道。血窦腔大而不规则，血液从肝小叶的周边经肝血窦流向中央，汇聚到中央静脉。5 50 Um篇二: 实验报告（一）实验名称：实验性空气栓塞实验时间：成绩：实验目的：了解空气栓塞对机体的影响实验材料：家兔，20ml 注射器及针头，解剖刀，剪，银子，面盒，浸有二甲苯的棉球若干等实验方法（简要说明）： 1.先观察家兔的一般状况：活动状态、呼吸频率、嘴唇颜色及瞳孔大小等。 2.用浸有二甲苯的棉球涂擦一侧耳廓，使局部血管扩张，便于穿刺注射。 3.用注射器经耳缘静脉注入空气10?15πιl,记录时间,

动物实验报告

实验动物学实验报告学院: 学号: 姓名时间:

精品文库实验一：小鼠实验、实验目的掌握小鼠的常用给药方法；掌握小鼠的解剖方法，熟悉内部脏器的自然位置; 二、实验材料 1、实验动物：每组两只雌鼠，两只雄鼠; 2、实验器械及试剂：鼠笼；小鼠固定器和小鼠固定板；眼科剪；眼科镊；解剖刀；1ml 注射器；毛细玻璃管；灌胃针；苦味酸染料；葡萄糖液； 2%水合氯醛; 三、实验内容及方法 1、小鼠的抓取和固定抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。 2、小鼠的雌雄鉴别雄鼠的阴囊明显，雄鼠可见阴道开口和五对乳头。幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定，近者为雌，远者为雄。另外，雌鼠肛门和生殖器之间有无毛小沟，而雄鼠则在肛门和生殖器之间长毛。 3、小鼠的标记方法 1）耳孔法用耳号钳在耳上打洞或者用剪刀在耳边缘剪缺口，左耳为十位，右耳为个位。 2）剪趾法适用于出生一周以内新生仔鼠; 3）染色法用毛笔将苦味酸涂在动物的不同部位，注意逆着毛发生长方向刷。 1、掌握小鼠抓取、固定的基本方法; 2、掌握小鼠的雌雄鉴别方法; 3、掌握小鼠的标记方法; 4、掌握小鼠的基本采血技术; 5、 6、

4、小鼠的基本采血 1）剪尾采血当所需血量很少时采用本法。固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在45 C温水中浸泡数分钟，也可用酒精棉球涂擦，使局新血管扩张。将鼠尾擦干，再用刀片剪去1-2mm，让血液滴入盛器或直接用移液器吸取，同时自尾根部向尾尖按摩。取血后，先用棉球压迫止血并立即用6%液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。也可采用切割尾静脉的方法采血，三根尾势脉可交替切割，并自尾尖向尾根方向切割，每次可取0.2?0.3ml血，切割后用棉球压迫止血。这种采血方法在大鼠进行较好，可以较长的间隔时间连续取血，进行血常规检查。 2）眼眶后静脉丛取血当需中等量的血液，而又需避免动物死亡时采用此法。用左手固定鼠，尽量捏紧头部皮肤，使头固定，并轻轻向下压迫颈部两侧，引起头部静脉血液回流困难，使眼球充分外突（示眼眶后静脉丛充血），右手持毛细玻璃管，沿内眦眼眶后壁向喉头方向旋转刺入。刺入深度小鼠2?3mm。当感到有阻力时再稍后退，保持水平位，稍加吸引，由于血压的关系，血液即流人玻璃管中。得到所需的血量后, 拨出毛细管。若手法恰当，小鼠约可采血0.2?0.3ml 0 3）心脏取血动物仰卧固定在固定板上，剪去心前区部位的被毛，用碘酒酒精消毒皮肤。在左侧第3?4肋间，用左手食指摸到心搏处，右手取连有4?5号针头的注射器, 选择心搏最强处穿刺，当针刺入心脏时，血液由于心脏跳动的力量自动进人注射器。此法要求实验者掌握以下要点：要迅速而直接插入心脏，否则，心脏将从针尖处滑脱；如第一次没刺准，将针头抽出重刺，不要在心脏周围乱探，以免损伤心、肺；要缓慢而稳定的抽吸，否则，太多的真空反而使心脏塌陷。若不需保留动物生命时，也可麻醉后切开动物胸部，将注射器直接刺人心脏抽吸血液。 5、小鼠的常用给药方法1）经口给药：小鼠灌胃左手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物固定，右手持灌胃针，将灌胃针插入动物口中，沿咽后