植株样品采集

植物组织样品的采集制备及全氮、磷、钾的测定（基础方法）

一植物组织样品的采集

植物组织样品多用于诊断分析，采集植物组织样品首先要选定植株。样株必须有充分的代表性，通常也象采集土样一样按照一定路线多点采集，组成平均样品。组成每一平均样品的样株数目视作物种类、种植密度、株型大小、株龄或生育期以及要求的准确度而定。从大田或试验区选择样株要注意群体密度，植株长相、植株长势、生育期的一致，过大或过小，遭受病虫害或机械损伤以及由于边际效应长势过强的植株都不应采用。如果为了某一特定目的，例如缺素诊断而采样时，则应注意植株的典型性，并要同时在附近地块另行选取有对比意义的正常典型植株，使分析的结果能在相互比较的情况下，说明问题。

植株选定后还要决定取样的部位和组织器官，重要的原则是所选部位的组织器官要具有最大的指示意义，也就是说，植株在该生育期对该养分的丰欠最敏感的组织器官。大田作物在生殖生长开始时期常采取主茎或主枝顶部新成熟的健壮叶或功能叶；幼嫩组织的养分组成变化很快，一般不宜采样。苗期诊断则多采集整个地上部分。大田作物开始结实后，营养体中的养分转化很快，不宜再做叶分析，故一般谷类作物在授粉后即不再采诊断用的样品。如果为了研究施肥等措施对产品品质的影响，则当然要在成熟期采取茎秆、籽粒、果实、块茎、块根等样品，果树和林木多年生植物的营养诊断通常采用“叶分析”或不带叶柄的“叶片分析”，个别果树如葡萄、棉花则常做“叶柄分析”。

植物体内各种物质，特别是活动性成分如硝态氮、氨基态氮，还原糖等都处于不断的代谢变化之中，不仅在不同生育期的含量有很大的差别，并且在一日之间也有显著的周期性变化。因此在分期采样时，取样时间应规定一致，通常以上午8—10时为宜，因为这时植物的生理活动已趋活跃，地下部分的根系吸收速率与地上部正趋于上升的光合作用强度接近动态平衡。此时植物组织中的养料贮量最能反映根系养料吸收与植物同化需要的相对关系，因此最具有营养诊断的意义。诊断作物氮、磷、钾、钙、镁的营养成分状况的采样还应考虑各元素在植物营养中的特殊性。

采得的植株样品如需要分不同器官(例如叶片，叶鞘或叶柄、茎、果实等部分)测定，须立即将其剪开，以免养分运转。

二植株组织样品的制备与保存

采得的样品一般说是需要洗涤的，否则可能引起泥土、施肥喷药等显著的污染，这对微量营养元素如铁、锰等的分析尤为重要。洗涤方法一般可用湿布仔细擦净表面沾污物。

测定易起变化的成分(例如硝态氮、氨基态氮、氰、无机磷、水溶性糖、维生素等)须用新鲜样品，鲜样品如需短期保存，必须在冰箱中冷藏，以抑制其变化。分析时将洗净的鲜样剪碎混匀后立即称样，放入瓷研钵中与适当溶剂(或再加石英砂)共研磨，进行浸提测定。

测定不易变化的成分则常用干燥样品。洗净的鲜样必须尽快干燥，以减少化学和生物的变化。如果延迟过久，细胞的呼吸和霉菌的分解都会消耗组织的干物质而致改变各成分的百分含量、蛋白质也会裂解成较简单的含氮化合物。杀酶要有足够的高温，但烘干的温度不能太高，以防止组织外部结成干壳而阻碍内部水分的蒸发，而且高温还可能引起组织的热分解或焦化。因此，分析用的植物鲜样要分两步干燥，

通常先将鲜样在80—90℃烘箱(最好用鼓风烘箱)中烘15—30分钟，(松软组织烘15分钟，致密坚实的组织烘30分钟)，然后，降温至60—70℃，逐尽水分。时间须视鲜样水分含量而定，大约12—24小时。

干燥的样品可用研钵或带刀片的(用于茎叶样品)或带齿状的(用于种子样品)磨样机粉碎，并全部过筛。分析样品的细度须视称样的大小而定，通常可用圆孔直径为1mm 的筛；如称样仅1—2g者，宜用0.5mm的筛；称样小于1g者，须用0.25或0.1mm 筛。磨样和过筛都必须考虑到样品沾污的可能性。样品过筛后须充分混匀，保存于磨口广口瓶中，内外各贴放一样品标签。

样品在粉碎和贮存过程中又将吸收一些空气中的水分，所以在精密分析工作中，称样前还须将粉状样品在65℃(12—24小时)或90℃(2小时)再次烘干，一般常规分析则不必。干燥的磨细样品必须保存在密封的玻璃瓶中，称样时应充分混匀后多点勺取。

三植物全氮、磷、钾的测定

植物中氮、磷、钾的测定包括待测液的制备和氮磷钾的定量两大步骤。植物全氮待测液的制备通常用开氏消煮法(参考有机肥料全氮的测定)。植物全磷、钾可用干灰化或其他湿灰化法制备待测液。可用同一份消煮液分别测定氮、磷、钾以及其它元素(如钙、镁、铁、锰等)。

1 植物样品的消煮(H2SO4—H2O2法)

方法原理植物中的氮磷大多数以有机态存在，钾以离子态存在。样品经浓H2SO4和氧化剂H2O2消煮，有机物被氧化分解，有机氮和磷转化成铵盐和磷酸盐，钾也全部释出。消煮液经定容后，可用于氮、磷、钾①等元素的定量。

本法采用H2O2加速消煮剂，不仅操作手续简单快速，对氮磷钾的定量没有干扰，而且具有能满足一般生产和科研工作所要求的准确度，但要注意遵照操作规程的要求操作，防止有机氮被氧化成N2或氮的氧化物而损失。

试剂

(1)硫酸(化学纯、比重1.84)

(2)30%H2O2(分析纯)

操作步骤：(1)常规消煮法称取植物样品(0.5mm)0.3～0.5g(准确至0.0002g)装入100ml开氏瓶的底部，加浓硫酸5ml，摇匀(最好放置过夜)，在电炉上先小火加热，待H2SO4发白烟后再升高温度，当溶液呈均匀的棕黑色时取下，稍冷后加6滴

H2O2②，再加热至微沸，消煮约7—10分钟，稍冷后重复加H2Ｏ2再消煮，如此重复数次，每次添加的H2Ｏ2应逐次减少，消煮至溶液呈无色或清亮后，再加热约10分钟，除去剩余的H2O2，取下冷却后，用水将消煮液无损转移入100ml容量瓶中，冷却至室温后定容(v1)。用无磷钾的干燥滤纸过滤，或放置澄清后吸取清液测定氮、磷、钾。

每批消煮的同时，进行空白试验，以校正试剂和方法的误差。

(2)快速消煮法称取植物样品(0.5mm)0.3～0.5g(称准至0.0002g)，放入100ml开氏瓶中，加1ml水润湿，加入4ml浓H2SO4摇匀，分两次各加入H2O22ml，每次加入后均摇匀，待激烈反应结束后，置于电炉上加热消煮，使固体物消失成为溶液，待H2SO4发白烟，溶液成褐色时，停止加热，此过程约需10分钟。待冷却至瓶壁不烫手，加入H2O22ml，继续加热消煮约5—10分钟，冷却，再加入H2Ｏ2消煮，如此

反复一直至溶液呈无色或清亮后(一般情况下，加H2O2总量约8—10ml)再继续加热5—10分钟，以除尽剩余的H2O2。取下冷却后用水将消煮液定量地转移入100ml容量瓶中，定容(v1)。

同时做空白试验，校正试剂和方法误差。

注释：

①植物体内的钾以离子态存在于细胞液或与有机成分呈现松散结合态。因此，若只测定钾时，可采用简易的浸提法制备待测液。浸提剂可用0.5mol/LHCl或

2mol/LNH4AC～0.2mol/LMg(OAC)2溶液，也可用热水。

②所用的H2O2应不含氮和磷。H2O2在保存中可能自动分解，加热和光照能促其分解，故应保存于阴凉处。在H2O2中加少量H2SO4酸化，可阻止H2O2分解。

2 植物全氮的测定(半微量蒸馏法和扩散法)

方法原理:

植物样品经开氏消煮、定容后，吸取部分消煮液碱化，使铵盐转变成氨，经蒸馏和扩散，用H3BO3吸收，直接用标准酸滴定，以甲基红—溴甲酚绿混合指示剂指示终点。

试剂

(1)40%(m/v)NaOH溶液

(2)2%H3BO3—指示剂溶液

(3)取标准溶液［C(HCl或1/2H2SO4)=0.01mol/L］

(4)碱性溶液

操作步骤：

(1)蒸馏法吸取定容后的消煮液5.00—10.00ml，(V2，含NH4—N约1ml)，注入半微量蒸馏器的内室，另取150ml三角瓶，内加入5ml2%H3BO3—指示剂溶液，放在冷凝管下端，管口置于H3BO3液面以下，然后向蒸馏器内室慢慢加入约

3ml40%(m/v)NaOH溶液，通入蒸气蒸馏，(注意开放冷凝水，勿使馏出液的温度超过40℃)待馏出液体积约达50～60ml时，停止蒸馏，用少量已调节至pH为4.5的水冲洗冷凝管末端。用酸标准溶液滴定馏出液至由蓝绿色突变为紫红色(终点的颜色应和空白测定的终点相同)。用酸标准溶液，同时进行空白液的蒸馏测定，以校正试剂和滴定误差。

(2)扩散法吸取定容后的消煮液200～500ml(V2，含NH4—N0.05—0.5mg)于10厘米的扩散皿外室。内室加入2%H3BO3—指示剂溶液3ml，参照土壤碱解氮测定的操作步骤进行扩散和滴定，但中和H2SO4需用40%NaOH溶液2ml，扩散可在室温下进行，不必恒温，室温在20℃以上时，放置约24h，低于20℃时，须放置较长时间。在扩散期间，可将扩散皿内容物小心转动混匀2～3次，加速扩散，可缩短扩散时间。在测定样品的同时，须在同一条件下做空白试验。

结果计算

全N%=C(v-v0)×0.041×100/(m×v2/v1)

式中

C—酸标准溶液浓度，mol/L；

v—滴定试样所用的酸标准液，ml；

v0—滴定空白所用的酸标准液，ml；

0.041—N的毫摩尔质量，g/mmol；

m—称样量，g；

v1—消煮液定容体积，ml；

v2—吸取测定的消煮液体积ml。

植物组织样品的采集首先是选定有代表性的样株。如同土壤样本的采集方法，在田间按照一定路线多点采取组成平均样品。样株数目应视作物种类、株间变异程度、种植密度、株型大小或生育期以及所要求的准确度而定，一般为10-50株。从大田或试验区选择样株要注意群体密度、植株长相、长势、生育期的一致。过大、过小和遭受病虫害或机械损伤以及田边路旁的植株都不应采集。如果为了某一特定目的，例如缺素诊断采样时，则应注意样株的典型性，并且要同时在附近地块另行选取有对比意义的正常典型样株，使分析结果能通过比较说明问题。用于营养诊断测定的样品采集还要特别注意植株的采集部位和组织器官及采样时间。详见第十四章。

采集的植株如需要分不同器官(如：叶片、叶鞘、叶柄、茎、果实等部位)测定，需要立即将其剪开，以免养分运转。剪碎的样品太多时，可在混匀后用四分法缩分至所需要量。用于营养诊断分析的样品还应尽可能立即秤量鲜重。

采集的植株样品是否需要洗涤应视样品的清洁程度和分析要求而定。一般微量元素的分析和肉眼明显看得见或明知受到施肥、喷药污染的样品需要洗涤。植物样品应在刚采集的新鲜状态冲洗，否则一些易溶性养分(如可溶性糖、钾、硝酸根离子等)很容易从已死亡的组织中洗出。一般可以用湿棉布(必要时可沾一些很稀的，如1mg·L-1的有机洗涤剂)擦净表面污染物，然后用蒸馏水或去离子水淋洗1~2次即可。

一般测定不容易起变化的组成分用干燥样品较方便。新鲜样品应该立即干燥，减少体内因呼吸作用和霉菌活动引起的生物和化学变化。植物样品的干燥通常分两部：先将鲜样在80~90℃烘箱中鼓风烘15~30min（松软组织烘15min，致

密坚实的组织烘30min），然后降温至60~70℃，逐尽水分，详见12.5植物水分、干物质的测定。

干燥样品可用研钵或带柄刀片（用于茎叶样品）或齿状（用于种子样品）的磨碎机粉碎，并过筛。分析样品的细度应视称量的多少而定，通常可用圆孔直径为0.5~1mm筛，称量少于1 g的样品最好过0.25 mm甚至0.1mm筛。样品过筛后须充分混匀，保存于磨口的广口瓶中，内外各帖放一样品标签。样品瓶应置于洁净、干燥处。若样品可能需要保存很长时间，样品应该先进行灭菌处理(如用γ射线），然后置于聚乙烯塑料瓶或袋中封口保存。

样品在粉碎和储藏过程中，又会吸收空气中的水分，所以在精密分析，称样前，还须将粉碎的样品在65℃(12~24h)或90℃(2h)再次烘干，一般常规分析则不必。称样时应充分混匀后多点采取，这在称样量少而样品相对较粗时更应该特别注意。

用于微量元素分析的样本采集与制备应该特别要防止可能引起的污染。例如在干燥箱中烘干时，应该防止金属粉末的污染。用于样品采集和粉碎样品的研磨设备应该采用不锈钢器具和塑料网筛。如要准确分析铁，最好在玛瑙研钵上研磨。